Table Of Content植 物 分 类 与 资 源 学 报 ꎬ３６ ( ):
２０１４ ２ １７７~１８６
Ｐｌａｎｔ Ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ａｎｄ Ｒｅｓｏｕｒｃｅｓ :
ＤＯＩ １０.７６７７/ｙｎｚｗｙｊ２０１４１３１０７
拟南芥角果衰老过程中膜脂的变化
∗
禹晓梅１ꎬ２ꎬ４ꎬ 王 荣１ꎬ 李唯奇１ꎬ３∗∗
中国科学院昆明植物研究所中国西南野生生物种质资源库 云南昆明 中国科学院大学 北京
(１ ꎬ ６５０２０１ꎻ ２ ꎬ １０００４９ꎻ
红河学院生物系 云南蒙自 玉溪中烟种子有限责任公司 云南玉溪
３ ꎬ ６６１１００ꎻ ４ ꎬ ６５３１００)
摘要: 角果发育对某些物种的生殖发育具有重要的作用 拟南芥种子附着在角果里 角果在早期发育时进
ꎮ ꎬ
行光合作用 角果成熟后开裂散落种子之前 其细胞会经历一个衰老的过程 一般植物细胞在衰老过程中
ꎬ ꎬ ꎮ
要经历膜脂降解的过程 但是角果细胞衰老过程仍未知 通过比较角果衰老过程中拟南芥野生型
ꎬ ꎮ (ＷＳ)
及与膜脂代谢密切相关的磷脂酶 缺失突变体 中膜脂分子的组成情况 膜脂含量 相对含
Ｄδ (ＰＬＤδ￣ＫＯ) 、 、
量及双键指数值 结果发现 在拟南芥角果衰老过程中 质体膜脂和质体外膜脂显著下降 不
ꎬ ꎬ : (ｉ) ꎻ (ｉｉ)
同膜脂降解速率不一样 质体膜脂的降解比质体外膜脂的降解快 总的双键指数 下降 磷
ꎬ ꎻ (ｉｉｉ) ＤＢＩ ꎻ (ｉｖ)
脂酶 缺失突变体 的角果膜脂组成的基本水平和变化样式与野生型 非常相似 结
Ｄδ (ＰＬＤδ￣ＫＯ) (ＷＳ) ꎮ
果说明 角果在衰老过程中发生了膜脂的激烈降解 据此推测 膜脂水解产物可能转移到种子中用于
ꎬ ꎮ : (ｉ)
储藏脂三酰甘油的合成 质体膜脂相对含量下降和质体外膜脂相对含量上升导致了总的 下降
ꎻ (ｉｉ) ＤＢＩ ꎻ
参与了角果衰老中的膜脂代谢
(ｉｉｉ) ＰＬＤδ ꎮ
关键词: 拟南芥 角果衰老 膜脂 脂类组学
ꎻ ꎻ ꎻ
中图分类号: 文献标识码: 文章编号:
Ｑ９４５ Ａ ２０９５－０８４５(２０１４)０２－１７７－１０
Ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ Ｍｅｍｂｒａｎｅ Ｌｉｐｉｄｓ ｄｕｒｉｎｇ Ｓｉｌｉｑｕｅ Ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｉｎ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
１ꎬ２ꎬ４ １ １ꎬ３∗∗
ＹＵ Ｘｉａｏ￣Ｍｅｉ ꎬ Ｗａｎｇ Ｒｏｎｇ ꎬ ＬＩ Ｗｅｉ￣Ｑｉ
ＧｅｒｍｐｌａｓｍＢａｎｋｏｆＷｉｌｄＳｐｅｃｉｅｓｉｎＳｏｕｔｈｗｅｓｔＣｈｉｎａ ＫｕｎｍｉｎｇＩｎｓｔｉｔｕｔｅｏｆＢｏｔａｎｙ ＣｈｉｎｅｓｅＡｃａｄｅｍｙｏｆＳｃｉｅｎｃｅｓ
(１ ꎬ ꎬ ꎬＫｕｎｍｉｎｇ
ＵｎｉｖｅｒｓｉｔｙｏｆＣｈｉｎｅｓｅＡｃａｄｅｍｙｏｆＳｃｉｅｎｃｅｓ ＤｅｐａｒｔｍｅｎｔｏｆＢｉｏｌｏｇｙ
６５０２０１ꎬＣｈｉｎａꎻ２ ꎬＢｅｉｊｉｎｇ１０００４９ꎬＣｈｉｎａꎻ３ ꎬ
ＨｏｎｇｈｅＵｎｉｖｅｒｓｉｔｙ ＹｕｘｉＺｈｏｎｇｙａｎＴｏｂａｃｃｏＳｅｅｄＣｏ. Ｌｔｄ
ꎬＭｅｎｇｚｉ６６１１００ꎬＣｈｉｎａꎻ４ ꎬ ꎬＹｕｘｉ６５３１００ꎬＣｈｉｎａ)
Ａｂｓｔｒａｃｔ Ａｒａｂｉ￣
: Ｓｉｌｉｑｕｅ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｐｌａｙｓ ａｎ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｒｏｌｅ ｉｎ ｔｈｅ ｒｅｐｒｏｄｕｃｔｉｖｅ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｏｆ ｍａｎｙ ｓｐｅｃｉｅｓ. Ｉｎ
ｄｏｐｓｉｓ
ꎬ ｔｈｅ ｓｅｅｄｓ ａｒｅ ｃｏｎｔａｉｎｅｄ ｗｉｔｈｉｎ ａ ｓｉｌｉｑｕｅꎬ ｗｈｉｃｈ ｉｓ ｔｏ ｐｈｏｔｏｓｙｎｔｈｅｓｉｚｅ ｉｎ ｔｈｅ ｅａｒｌｙ ｓｔａｇｅｓ ｏｆ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ａｎｄ
ｔｈｅ ｃｅｌｌ ｕｎｄｅｒｇｏｅｓ ａ ｐｒｏｇｒａｍｍｅｄ ｏｆ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｐｒｉｏｒ ｔｏ ｄｅｈｉｓｃｅｎｃｅ ａｆｔｅｒ ｓｉｌｉｑｕｅ ｒｉｐｉｎｇ. Ｉｎ ｇｅｎｅｒａｌꎬ ｄｅｇｒａｄａｔｉｏｎ ｏｆ
ｍｅｍｂｒａｎｅ ｌｉｐｉｄｓ ｉｓ ａｎ ｅｓｓｅｎｔｉａｌ ｐｒｏｃｅｓｓ ｄｕｒｉｎｇ ｐｌａｎｔ ｃｅｌｌ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅꎬ ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｔｈｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｏｆ ｓｉｌｉｑｕｅ ｈａｓ ｎｏｔ
ｂｅｅｎ ｒｅｐｏｒｔｅｄ. Ｉｎ ｔｈｅｐｒｅｓｅｎｔｓｔｕｄｙꎬｔｈｅｃｈａｎｇｅｓｏｆｍｏｌｅｃｕｌａｒｓｐｅｃｉｅｓｉｎｍｅｍｂｒａｎｅｌｉｐｉｄｓꎬｔｈｅｃｏｎｔｅｎｔｓｏｆｍｅｍｂｒａｎｅ
ｌｉｐｉｄｓꎬ ｒｅｌａｔｉｖｅ ｌｅｖｅｌｓ (％)ꎬ ａｎｄ ｔｈｅ ｄｏｕｂｌｅ￣ｂｏｎｄ ｉｎｄｅｘ (ＤＢＩ) ｄｕｒｉｎｇ ｔｈｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｏｆ ｓｉｌｉｑｕｅｓ ｗｅｒｅ ｅｘａｍｉｎｅｄ ｉｎ
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
ｗｉｌｄ￣ｔｙｐｅ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ (ｅｃｏｔｙｐｅ Ｗａｓｓｉｌｅｗｓｋｉｊａꎻ ＷＳ) ａｎｄ ａｎ ｍｕｔａｎｔ ｄｅｆｉｃｉｅｎｔ ｉｎ ｐｈｏｓｐｈｏｌｉｐａｓｅ Ｄδ
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
(ＰＬＤδ￣ＫＯ). ＰＬＤδｉｓｃｏｒｒｅｌａｔｅｄｃｌｏｓｅｌｙｗｉｔｈｌｉｐｉｄｍｅｔａｂｏｌｉｓｍｉｎ . Ｔｈｅｐｒｅｓｅｎｔｓｔｕｄｙｒｅｖｅａｌｅｄｔｈａｔｄｕｒｉｎｇ
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
ｔｈｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｏｆ ｓｉｌｉｑｕｅｓ ｏｆ :(ｉ) ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ｂｏｔｈ ｅｘｔｒａｐｌａｓｔｉｄｉｃ ａｎｄ ｐｌａｓｔｉｄｉｃ ｌｉｐｉｄｓ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ￣
ｌｙꎻ(ｉｉ) ｔｈｅｄｅｇｒａｄａｔｉｏｎｏｆｌｉｐｉｄｓｄｉｄｎｏｔｏｃｃｕｒａｔｔｈｅｓａｍｅｒａｔｅｆｏｒｄｉｆｆｅｒｅｎｔｌｉｐｉｄｓｐｅｃｉｅｓꎬｔｈｅｒａｔｅｏｆｄｅｃｌｉｎｅｉｎｌｅｖ￣
ｅｌｓ ｏｆ ｐｌａｓｔｉｄｉｃ ｌｉｐｉｄｓ ｗａｓ ｍｏｒｅ ｒａｐｉｄ ｔｈａｎ ｔｈａｔ ｏｆ ｅｘｔｒａｐｌａｓｔｉｄｉｃ ｌｉｐｉｄｓꎻ (ｉｉｉ) ｔｈｅ ＤＢＩ ｏｆ ｔｏｔａｌ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｌｉｐｉｄｓ ｄｅ￣
ｃｒｅａｓｅｄꎻ ａｎｄ (ｉｖ) ｉｎ ｓｉｌｉｑｕｅｓ ｏｆ ｔｈｅ ＰＬＤδ ｍｕｔａｎｔ ｐｌａｎｔｓꎬｔｈｅ ｌｅｖｅｌｓ ａｎｄ ｖａｒｉａｔｉｏｎｓ ｉｎ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｌｉｐｉｄｓ
ｗｅｒｅ ｓｉｍｉｌａｒｔｏｔｈｏｓｅｏｂｓｅｒｖｅｄｉｎｓｉｌｉｑｕｅｓｏｆＷＳ. Ｔｈｅｓｅｒｅｓｕｌｔｓｓｕｇｇｅｓｔｔｈａｔｓｅｖｅｒｅｄｅｇｒａｄａｔｉｏｎｏｆｌｉｐｉｄｍｏｌｅｃｕｌａｒｓｐｅ￣
∗Ｆｕｎｄｉｎｇ:ＴｈｅＮａｔｉｏｎａｌＮａｔｕｒａｌＳｃｉｅｎｃｅＦｏｕｎｄａｔｉｏｎｏｆＣｈｉｎａ(ＮＳＦＣ３０６７０４７４ꎬ３０８７０５７１ꎬａｎｄ３１０７０２６２)
∗∗ＡｕｔｈｏｒｆｏｒｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄｅｎｃｅꎻＥ￣ｍａｉｌ:ｗｅｉｑｉｌｉ＠ｍａｉｌｋｉｂａｃｃｎ
Ｒｅｃｅｉｖｅｄｄａｔｅ: ２０１３－０５－０５ꎬ Ａｃｃｅｐｔｅｄｄａｔｅ: ２０１３－０７－１０
作者简介 禹晓梅 女 博士 主要从事种子生物学研究
: (１９８４－) ꎬ ꎬ ꎮ
植 物 分 类 与 资 源 学 报 第 卷
１７８ ３６
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
ｃｉｅｓ ｏｃｃｕｒｒｅｄｄｕｒｉｎｇ ｓｉｌｉｑｕｅｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ. Ｏｕｒｆｉｎｄｉｎｇｓｓｕｇｇｅｓｔｔｈａｔ(ｉ) ｔｈｅｐｒｏｄｕｃｔｓｏｆｈｙｄｒｏｌｙｓｉｓｏｆｍｅｍ￣
ｂｒａｎｅｌｉｐｉｄｓｍａｙｂｅｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄｔｏｓｅｅｄｓｆｏｒｔｈｅｓｙｎｔｈｅｓｉｓｏｆｔｒｉａｃｙｌｇｌｙｃｅｒｏｌｓｆｏｒｌｉｐｉｄｓｔｏｒａｇｅꎻ(ｉｉ) ｔｈｅｄｅｃｌｉｎｅｏｆＤＢＩ
ｏｆ ｔｏｔａｌ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｌｉｐｉｄｓ ｍｉｇｈｔ ｂｅ ｃａｕｓｅｄ ｂｙ ｔｈｅ ｄｒａｍａｔｉｃ ｄｅｇｒａｄａｔｉｏｎ ｏｆ ｐｌａｓｔｉｄｉｃ ｌｉｐｉｄｓ ａｎｄ ｔｈｅ ｒｅｌａｔｉｖｅ ｉｎｃｒｅａｓｅ ｏｆ
ｅｘｔｒａｐｌａｓｔｉｄｉｃ ｌｉｐｉｄｓꎻ ａｎｄ (ｉｉｉ) ＰＬＤδ ｉｓ ｉｎｖｏｌｖｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｍｅｔａｂｏｌｉｓｍ ｏｆ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｌｉｐｉｄｓ ｄｕｒｉｎｇ ｓｉｌｉｑｕｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ.
Ｋｅｙ ｗｏｒｄｓ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
: ꎻ Ｓｉｌｉｑｕｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅꎻ Ｍｅｍｂｒａｎｅ ｌｉｐｉｄｓꎻ Ｌｉｐｉｄｏｍｉｃｓ
Ａｂｂｒｅｖｉａｔｉｏｎｓ
: ＥＳＩ￣ＭＳ/ＭＳꎬ ｅｌｅｃｔｒｏｓｐｒａｙ ｉｏｎｉｓａｔｉｏｎ ｔａｎｄｅｍ ｍａｓｓ ｓｐｅｃｔｒｏｍｅｔｒｙꎻ ＤＡＦꎬ ｄａｙｓ ａｆｔｅｒ ｆｌｏｗｅｒｉｎｇꎻ ＤＢＩꎬ
ｄｏｕｂｌｅ￣ｂｏｎｄ ｉｎｄｅｘꎻ ＤＧＤＧꎬ ｄｉｇａｌａｃｔｏｓｙｌｄｉａｃｙｌｇｌｙｃｅｒｏｌꎻ ＭＧＤＧꎬ ｍｏｎｏｇａｌａｃｔｏｓｙｌｄｉａｃｙｌｇｌｙｃｅｒｏｌꎻ ＰＡꎬ ｐｈｏｓｐｈａｔｉｄｉｃ
ａｃｉｄꎻ ＰＣꎬ ｐｈｏｓｐｈａｔｉｄｙｌｃｈｏｌｉｎｅꎻ ＰＥꎬ ｐｈｏｓｐｈａｔｉｄｙｌｅｔｈａｎｏｌａｍｉｎｅꎻ ＰＧꎬ ｐｈｏｓｐｈａｔｉｄｙｌｇｌｙｃｅｒｏｌꎻ ＰＩꎬ ｐｈｏｓｐｈａｔｉｄｙｌｉｎｏｓｉ￣
ｔｏｌꎻ ＰＳꎬ ｐｈｏｓｐｈａｔｉｄｙｌｓｅｒｉｎｅꎻＷＳꎬＷａｓｓｉｌｅｗｓｋｉｊａꎻＰＬＤꎬｐｈｏｓｐｈｏｌｉｐａｓｅＤꎻＰＬＤδ￣ＫＯꎬｐｈｏｓｐｈｏｌｉｐａｓｅＤδｋｎｏｃｋｏｕｔꎻ
ＷＳꎬ Ｗａｓｓｉｌｅｗｓｋｉｊａꎻ ＴＡＧꎬ ｔｒｉａｃｙｌｇｌｙｃｅｒｏｌꎻ ＤＡＦꎬ ｄａｙｓ ａｆｔｅｒ ｆｌｏｗｅｒｉｎｇ
Ｔｈｅ ｌａｓｔ ｐｈａｓｅ ｏｆ ｆｌｏｗｅｒ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｉｓ ｆｅｒｔｉｌ￣ ｇａｌａｃｔｏｌｉｐｉｄｓ ａｎｄ ｐｈｏｓｐｈｏｌｉｐｉｄｓꎬ ｏｃｃｕｒ ｄｕｒｉｎｇ ｓｅｎｅｓ￣
ｉｓａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｏｖｕｌｅｓ ａｎｄ ｔｈｅ ｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｏｆ ｆｒｕｉｔ ｃｅｎｃｅ￣ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｌｉｐｉｄ ｂｒｅａｋｄｏｗｎ. Ｂｏｔｈ ｔｈｅ ｎａｔｕｒａｌ
ｅｔ ａｌ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
(Ｆｏｌｔｅｒ .ꎬ ２００４). ｉｓ ａ ｍｏｄｅｌ ｓｙｓｔｅｍ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｏｆ ｒｏｓｅ ｐｅｔａｌｓ ａｎｄ ｄａｒｋ￣ｉｎｄｕｃｅｄ ｓｅｎｅｓ￣
ｔｏ ｓｔｕｄｙ ｔｈｅ ｒｉｐｅｎｉｎｇ ａｎｄ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｏｆ ｆｒｕｉｔ (Ｇｉｏ￣ ｃｅｎｃｅ ｏｆ ｃａｂｂａｇｅ ｌｅａｖｅｓ ａｒｅ ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｗｉｔｈ ａｎ ｏｖｅｒ￣
ｅｔ ａｌ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
ｖａｎｎｏｎｉꎬ ２００４ꎻ Ｋｏｕ .ꎬ ２０１２). ｆｒｕｉｔｓꎬ ａｌｌ ｄｅｃｒｅａｓｅ ｉｎ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｐｈｏｓｐｈｏｌｉｐｉｄｓ
ｅｔ ａｌ
ｗｈｉｃｈ ａｒｅ ｃａｌｌｅｄ ｓｉｌｉｑｕｅｓꎬ ａｒｅ ｂｏｔｈ ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌｌｙ ａｎｄ (Ｂｏｒｏｃｈｏｖ .ꎬ １９８２ꎻ Ｂｕｃｈａｎａｎꎬ １９９７). Ｉｎ ａｄ￣
ｅｃｏｎｏｍｉｃａｌｌｙ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｂｅｃａｕｓｅ ｔｈｅｙ ｐｒｏｄｕｃｅ ｓｅｅｄｓ ｄｉｔｉｏｎꎬ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ｂｏｔｈ ｅｘｔｒａｐｌａｓｔｉｄｉｃ ａｎｄ ｐｌａｓｔｉｄｉｃ ｌｉ￣
ｅｔ
ａｎｄ ｔｈｅｉｒ ｄｅｈｉｓｃｅｎｃｅ ｅｎａｂｌｅｓ ｓｅｅｄ ｄｉｓｐｅｒｓａｌ (Ｋｏｕ ｐｉｄｓ ｄｅｃｒｅａｓｅ ｄｕｒｉｎｇ ｔｈｅ ｎａｔｕｒａｌ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｏｆ ｔｏ￣
ａｌ ｅｔ ａｌ
.ꎬ ２０１２). Ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｉｓ ａ ｈｉｇｈｌｙ ｏｒｇａｎｉｚｅｄ ｐｒｏｃｅｓｓ ｂａｃｃｏ ｌｅａｖｅｓ (Ｋｏｉｗａｉ .ꎬ１９８１). Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｍａｎｙ
Ａｒａｂｉｄｏｐ￣
ｒｅｇｕｌａｔｉｎｇ ｔｉｓｓｕｅ ａｇｅｉｎｇ ａｎｄ ｄｅａｔｈ ｔｏ ｅｎａｂｌｅ ｎｕｔｒｉｅｎｔ ｑｕｅｓｔｉｏｎｓ ｒｅｌａｔｅｄ ｔｏ ｔｈｅ ｌｉｐｉｄ ｍｅｔａｂｏｌｉｓｍ ｏｆ
ｓｉｓ
ｒｅｃｙｃｌｉｎｇ ｔｏ ｏｃｃｕｒ. Ｓｉｌｉｑｕｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｉｓ ａ ｃｏｍｐｌｅｘ ｄｕｒｉｎｇ ｓｉｌｉｑｕｅ ｓｅｎｅｓｃｉｎｇ ｒｅｍａｉｎ ｕｎａｎｓｗｅｒｅｄ. Ｆｏｒ
ｐｒｏｃｅｓｓ ｔｈａｔ ｍａｎｉｆｅｓｔｓ ａｔ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ｍｏｒｐｈｏｌｏｇｙ ｅｘａｍｐｌｅꎬ ｈｏｗ ｄｏｅｓ ｔｈｅ ｐｒｏｆｉｌｅ ｏｆ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｌｉｐｉｄｓ
(ｅｇ.ꎬｇｒｅｅｎｉｎｇ ａｎｄ ｙｅｌｌｏｗｉｎｇ ｏｆ ｓｉｌｉｑｕｅｓ)ꎬｐｈｙｓｉｏｌｏ￣ ｃｈａｎｇｅ ｄｕｒｉｎｇ ｔｈｉｓ ｐｒｏｃｅｓｓ? Ｄｏ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ｌｉｐｉｄ ｍｅ￣
ｇｙ (ｅｇ.ꎬ ｐｈｏｔｏｓｙｎｔｈｅｓｉｓ)ꎬ ｃｅｌｌ ｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎ (ｅｇ.ꎬ ｔａｂｏｌｉｓｍ ｄｕｒｉｎｇ ｔｈｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｏｆ ｓｉｌｉｑｕｅｓ ｒｅｓｅｍｂｌｅ
ｒｅｇｕｌａｔｅｄ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ｓｕｃｒｏｓｅꎬ ｃｈｌｏｒｏ￣ ｔｈｏｓｅ ｄｕｒｉｎｇ ｔｈｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｏｆ ｌｅａｖｅｓꎬ ａｎｄ ｗｈａｔ ａｒｅ
ｐｈｙｌｌ)ꎬ ｂｉｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙ (ｅｇ.ꎬ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｃｏｎｃｅｎ￣ ｔｈｅ ｍｅｃｈａｎｉｓｍｓ ｉｎｖｏｌｖｅｄ?
ｔｒａｔｉｏｎｓ ｏｆ ａｎｄ ｓｅｎｓｉｔｉｖｉｔｉｅｓ ｔｏ ｈｏｒｍｏｎｅｓ)ꎬ ａｎｄ ｍｏ￣ Ｉｎ ｐｌａｎｔｓꎬ ｔｈｅ ａｃｔｉｖｉｔｉｅｓ ｏｆ ｓｅｖｅｒａｌ ｌｉｐｏｌｙｔｉｃ ｅｎ￣
ｌｅｃｕｌａｒ ｇｅｎｅｔｉｃｓꎬ ｗｉｔｈ ａｌｌ ｏｆ ｔｈｅｓｅ ｐｒｏｃｅｓｓｅｓ ａｆｆｅｃｔｉｎｇ ｚｙｍｅｓ ｈａｖｅ ｂｅｅｎ ｄｅｓｃｒｉｂｅｄꎬ ｉｎｃｌｕｄｉｎｇ ｐｈｏｓｐｈｏｌｉｐａｓｅ
ｅｔ ａｌ
ｃｅｌｌ ｇｒｏｗｔｈ ａｎｄ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｔｉｏｎ (Ｆｏｌｔｅｒ .ꎬ ２００４ꎻ Ｄ (ＰＬＤ)ꎬ ＰＬＡꎬ ＰＬＣꎬ ｎｏｎｓｐｅｃｉｆｉｃ ａｃｙｌ ｈｙｄｒｏｌａｓｅꎬ
ｅｔ ａｌ ｅｔ ａｌ ｅｔ ｅｔ ａｌ
Ｌｏｕｖｅｔ .ꎬ ２００６ꎻ Ｆａｌｌａｈｉ .ꎬ ２００８ꎻ Ｌｏｕｖｅｔ ａｎｄ ｇａｌａｃｔｏｌｉｐａｓｅｓ (Ｗａｎｇꎬ ２００４ꎻ Ｌｉ .ꎬ ２００８).
ａｌ ｅｔ ａｌ
.ꎬ ２０１１ꎻ Ｗａｌｔｏｎ .ꎬ ２０１２). Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｔｈｅｒｅ ＰＬＤ ｈｙｄｒｏｌｙｓｅｓ ｐｈｏｓｐｈｏｌｉｐｉｄｓ ｔｏ ｇｅｎｅｒａｔｅ ｐｈｏｓｐｈａ￣
ｈａｓ ｂｅｅｎ ｏｎｌｙ ｌｉｍｉｔｅｄ ｒｅｓｅａｒｃｈ ｏｎ ｃｅｌｌ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｌｉｐ￣ ｔｉｄｉｃ ａｃｉｄ (ＰＡ)ꎬ ｗｈｉｃｈ ｉｓ ｔｈｅ ｍｏｓｔ ａｃｔｉｖｅ ｐｈｏｓｐｈｏ￣
ｉｄｓ ｄｕｒｉｎｇ ｓｉｌｉｑｕｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ. ｌｉｐａｓｅ ｉｎ ｐｌａｎｔｓ. Ｒｅｃｅｎｔｌｙꎬ ｓｔｕｄｉｅｓ ｈａｖｅ ｓｈｏｗｎ ｔｈａｔ
Ｃｅｌｌｕｌａｒ ｌｉｐｉｄｓ ｐｌａｙ ｐｉｖｏｔａｌ ｒｏｌｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｓｔｒｕｃ￣ ＰＬＤα１ ａｎｄ ＰＬＤδꎬ ｔｈｅ ｔｗｏ ｍｏｓｔ ａｂｕｎｄａｎｔ ｔｙｐｅｓ ｏｆ
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
ｔｕｒｅｓ ａｎｄ ｍｅｔａｂｏｌｉｃ ｒｅｇｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｃｅｌｌ ｍｅｍｂｒａｎｅｓ ｔｈｅ １２￣ｍｅｍｂｅｒ ＰＬＤ ｆａｍｉｌｙꎬ ｐｌａｙ ｉｍｐｏｒ￣
ｅｔ ａｌ
(Ｄｅｖａｉａｈ .ꎬ ２００６). Ｉｎ ｐｌａｎｔｓꎬ ｉｎｃｒｅａｓｉｎｇ ｅｖｉ￣ ｔａｎｔ ｒｏｌｅｓ ｉｎ ｐｌａｎｔ ｇｒｏｗｔｈ ａｎｄ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｔｏ ｓｔｒｅｓｓ
ｅｔ ａｌ ｅｔ
ｄｅｎｃｅ ｈａｓ ａｌｓｏ ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｅｄ ｒｏｌｅｓ ｆｏｒ ｌｉｐｉｄｓ ｉｎ ｃｅｌｌ (Ｚｉｅｎ .ꎬ ２００１ꎻ Ｗａｎｇꎬ ２００２ꎬ ２００４ꎻ Ｕｒａｊｉ
ａｌ
ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ. Ｌｏｓｓ ｏｆ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｐｈｏｓｐｈｏｌｉｐｉｄｓ ｗａｓ ｏｂ￣ .ꎬ ２０１２). Ｐｈｏｓｐｈｏｌｉｐａｓｅ Ｄδ ｋｎｏｃｋ ｏｕｔ (ＰＬＤδ￣
ｓｅｒｖｅｄ ｄｕｒｉｎｇ ｎａｔｕｒａｌ ａｎｄ ｅｔｈｙｌｅｎｅ￣ｉｎｄｕｃｅｄ ｓｅｎｅｓ￣ ＫＯ) ｐｌａｎｔｓ ａｒｅ ｍｏｒｅ ｓｅｎｓｉｔｉｖｅ ｔｏ Ｈ２Ｏ２￣ｉｎｄｕｃｅｄ ｃｅｌｌ
ｅｔ ａｌ
ｃｅｎｃｅ ｏｆ ｃｕｔ ｃａｒｎａｔｉｏｎ ｆｌｏｗｅｒｓ (Ｔｈｏｍｐｓｏｎ .ꎬ ｄｅａｔｈ ａｎｄ ｌｅｓｓ ｔｏｌｅｒａｎｔ ｏｆ ｆｒｅｅｚｉｎｇ ｉｎｊｕｒｉｅｓ ｔｈａｎ ｔｈｅｉｒ
ｅｔ ａｌ
１９８２ꎻ Ｂｒｏｗｎ .ꎬ１９８７). Ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｍｅｔａｂｏｌ￣ ｗｉｌｄ￣ｔｙｐｅ ｃｏｕｎｔｅｒｐａｒｔｓ. ＰＬＤα１ ｃｏｎｔｒｉｂｕｔｅｓ ｓｉｇｎｉｆｉ￣
ｉｃ ｒｅｌａｔｉｏｎｓｈｉｐｓ ａｍｏｎｇ ｐｈｏｓｐｈｏｌｉｐｉｄｓꎬ ａｎｄ ｂｅｔｗｅｅｎ ｃａｎｔｌｙ ｔｏ ＰＡ ｌｅｖｅｌｓ ｉｎ ｒｏｏｔｓꎬ ｓｅｅｄｓꎬ ｆｌｏｗｅｒｓꎬ ａｎｄ
期 ｅｔ ａｌ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
２ ＹＵ Ｘｉａｏ￣Ｍｅｉ .: Ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ Ｍｅｍｂｒａｎｅ Ｌｉｐｉｄｓ Ｄｕｒｉｎｇ Ｓｉｌｉｑｕｅ Ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｉｎ １ ７９
ｆｌｏｗｅｒ ｓｔａｌｋｓꎬ ｂｕｔ ｌｉｔｔｌｅ ｔｏ ｔｈｅ ｖｅｒｙ ｌｏｗ ＰＡ ｌｅｖｅｌｓ ｌｉｐｏｌｙｔｉｃ ｅｎｚｙｍｅｓꎬ ｉｎ ｃｏｍｂｉｎａｔｉｏｎ ｗｉｔｈ ｇｅｎｅｔｉｃ ａｐ￣
ｅｔ ａｌ ｅｔ ａｌ ｅｔ ａｌ
ｆｏｕｎｄ ｉｎ ｓｉｌｉｑｕｅｓ ａｎｄ ｌｅａｖｅｓ (Ｄｅｖａｉａｈ .ꎬ２００６). ｐｒｏａｃｈｅｓ (Ｄｅｖａｉａｈ .ꎬ２００７ꎻ Ｈｏｎｇ .ꎬ２００９ꎻ
ｅｔ ａｌ ｅｔ ａｌ
Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｉｔ ｉｓ ｕｎｋｎｏｗｎ ｗｈｅｔｈｅｒ ｋｎｏｃｋ ｏｕｔ ｏｆ ｔｈｅ Ｚｈａｎｇ .ꎬ ２００９ꎻ Ｓｃｈｅｒｅｒ .ꎬ ２０１１).
ｇｅｎｅ ｔｈａｔ ｅｎｃｏｄｅｓ ＰＬＤδ ａｆｆｅｃｔｓ ｔｈｅ ｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎ ｏｆ Ｔｈｉｓ ｓｔｕｄｙ ｉｎｖｏｌｖｅｄ ｔｈｅ ｕｓｅ ｏｆ ｌｉｐｉｄｏｍｉｃｓ ｔｏ:
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
ｂａｓａｌ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｌｉｐｉｄｓ ｉｎ ｄｕｒｉｎｇ ｓｉｌｉｑｕｅ (ｉ) ｄｅｔｅｒｍｉｎｅ ｈｏｗ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｇｌｙｃｅｒｏｌｉｐｉｄ ｓｐｅｃｉｅｓ
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ. ａｎｄ ＤＢＩ ｃｈａｎｇｅ ｄｕｒｉｎｇ ｓｉｌｉｑｕｅ ｓｅｎｅｓ￣
Ｍｅｍｂｒａｎｅｓꎬ ｐａｒｔｉｃｕｌａｒｌｙ ｐｌａｓｍａ ａｎｄ ｃｈｌｏｒｏｐｌａｓｔ ｃｅｎｃｅꎻ ａｎｄ (ｉｉ) ｃｏｍｐａｒｅ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｇｌｙｃｅｒｏｌｉｐｉｄ
ｍｅｍｂｒａｎｅｓꎬ ａｒｅ ｖｅｒｙ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｄｕｒｉｎｇ ｐｌａｎｔ ｇｒｏｗｔｈ. ｐｒｏｆｉｌｅｓ ｄｕｒｉｎｇ ｓｉｌｉｑｕｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｂｅｔｗｅｅｎ Ｗａｓｓｉｌ￣
Ｃｅｌｌ ｍｅｍｂｒａｎｅｓ ｃａｎ ａｄｊｕｓｔ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌ ｏｆ ｕｎｓａｔｕｒａｔｉｏｎ ｅｗｓｋｉｊａ (ＷＳ) ａｎｄ ＰＬＤδ￣ＫＯ ｐｌａｎｔｓ ｉｎ ｏｒｄｅｒ ｔｏ ｄｅ￣
ｏｆ ｔｈｅｉｒ ｌｉｐｉｄｓꎬ ａｓ ｗｅｌｌ ａｓ ｔｈｅｉｒ ｌｉｐｉｄ ｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎ ａｎｄ ｔｅｒｍｉｎｅ ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ＰＬＤδ ｏｎ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｌｉｐｉｄ
ｅｔ ａｌ
ｓｔｒｕｃｔｕｒｅꎬ ｉｎ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｔｏ ｓｔｒｅｓｓ (Ｎａｖａｒｉ￣Ｉｚｚｏ .ꎬ ｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎｓ ｏｆ ｓｉｌｉｑｕｅｓ.
１９９３). Ｔｈｅ ｄｅｇｒｅｅ ｏｆ ｕｎｓａｔｕｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｍｅｍｂｒａｎｅ
１ Ｍｅｔｈｏｄｓ ａｎｄ ｍａｔｅｒｉａｌｓ
ｇｌｙｃｅｒｏｌｉｐｉｄｓ (ｍｅａｓｕｒｅｄ ａｓ ｔｈｅ ｄｏｕｂｌｅ￣ｂｏｎｄ ｉｎｄｅｘꎬ
１１ Ｐｌａｎｔ ｍａｔｅｒｉａｌｓ
ＤＢＩ) ｉｓ ｔｈｅ ｍａｊｏｒ ｆａｃｔｏｒ ｔｈａｔ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅｓ ｍｅｍｂｒａｎｅ
ｆｌｕｉｄｉｔｙ. Ａ ｈｉｇｈ ＤＢＩ ｉｎｄｉｃａｔｅｓ ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｃｅ ｏｆ ｍｏｒｅ ＰＬＤδ￣ＫＯ ｐｌａｎｔｓ ｗｅｒｅ ｇｅｎｅｒａｔｅｄ ｂｙ Ｔ￣ＤＮＡ ｉｎ￣
ｕｎｓａｔｕｒａｔｅｄ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｌｉｐｉｄｓ ａｎｄ ｈｉｇｈｅｒ ｆｌｕｉｄｉｔｙ ｔｈａｎ ｓｅｒｔｉｏｎ (ＰＬＤδ￣ＫＯ) ｉｎｔｏ ｔｈｅ ｅｃｏｔｙｐｅ ＷＳꎬ ｔｈｅｒｅ ｗｅｒｅ
ｔｈｏｓｅ ｏｆ ｍｅｍｂｒａｎｅｓ ｗｉｔｈ ｌｏｗｅｒ ＤＢＩ ｖａｌｕｅｓ. Ｗｈｅｎ ｎｏ ｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅｓ ｐｈｅｎｏｔｙｐｅ ｂｅｔｗｅｅｎ ＷＳ ａｎｄ ＰＬＤδ￣ＫＯ
ｅｔ ａｌ
ｍｅｍｂｒａｎｅｓ ｅｘｈｉｂｉｔ ａ ｄｅｃｒｅａｓｅ ｏｆ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｆｌｕｉｄｉｔｙꎬ ｐｌａｎｔｓ ｄｕｒｉｎｇ ｎｏｒｍａｌ ｇｒｏｗｔｈ (Ｚｈａｎｇ .ꎬ ２００３).
ｔｈｉｓ ｌｅａｄｓ ｔｏ ｌｅａｋｉｎｅｓｓ ａｎｄ ｌｏｓｓ ｏｆ ｓｅｌｅｃｔｉｖｅ ｐｅｒｍｅａ￣ Ｔｈｅ ｌｏｓｓ ｏｆ ＰＬＤδ ｗａｓ ｃｏｎｆｉｒｍｅｄ ｂｙ ｔｈｅ ａｂｓｅｎｃｅ ｏｆ ｉｔｓ
ｅｔ ａｌ
ｂｉｌｉｔｙꎬ ｗｈｉｃｈ ａｒｅ ｅａｒｌｙ ａｎｄ ｕｂｉｑｕｉｔｏｕｓ ｆｅａｔｕｒｅｓ ｏｆ ｌｅａｆ ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔꎬ ｐｒｏｔｅｉｎꎬ ａｎｄ ａｃｔｉｖｉｔｙ (Ｚｈａｎｇ .ꎬ ２００３ꎻ
ｅｔ ａｌ ｅｔ ａｌ
ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ (Ｆａｎ .ꎬ １９９７ꎻ Ｌｉｍ ａｎｄ Ｎａｍꎬ ２００５ꎻ Ｌｉ .ꎬ ２００８).
ｅｔ ａｌ ｅｔ ａｌ １２ Ｐｌａｎｔ ｇｒｏｗｔｈ ａｎｄ ｓａｍｐｌｉｎｇ
Ｅｓｐｉｎｏｚａ .ꎬ ２００７ꎻ Ｍａｒｔｉｎｅｚ .ꎬ ２００８). Ｈｏｗ￣
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
ｅｖｅｒꎬ ｔｈｅ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｄｅｇｒｅｅ ｏｆ ｕｎｓａｔｕｒａｔｉｏｎ ｏｆ Ｂｏｔｈ ｏｆ ｔｈｅ ｇｅｎｏｔｙｐｅｓ ｓｔｕｄｉｅｄ ｗｅｒｅ
ｍｅｍｂｒａｎｅ ｌｉｐｉｄｓ ｄｕｒｉｎｇ ｓｉｌｉｑｕｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｈａｖｅ ｎｏｔ ｇｒｏｗｎ ｉｎ Ｓｃｏｔｔ’ｓ Ｍｅｔｒｏ￣Ｍｉｘ ｓｏｉｌ. Ｐｏｔｓ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ｔｈｅ
ｂｅｅｎ ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｅｄ. ｓｅｅｄｓ ｗｅｒｅ ｋｅｐｔ ａｔ ４℃ ｆｏｒ ｔｗｏ ｄａｙｓ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｍｏｖｅｄ
Ｔｏ ｄｅｅｐｅｎ ｏｕｒ ｕｎｄｅｒｓｔａｎｄｉｎｇ ｏｆ ｔｈｅ ｍｅｔａｂｏｌｉｓｍ ｔｏ ａ ｇｒｅｅｎｈｏｕｓｅ ｗｉｔｈ ｎａｔｕｒａｌ ｌｉｇｈｔｉｎｇ ｄｕｒｉｎｇ ｓｐｒｉｎｇ￣
ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎｓ ｏｆ ｌｉｐｉｄｓ ｉｎ ｃｅｌｌｓꎬ ｉｎｃｒｅａｓｉｎｇ ａｔｔｅｎｔｉｏｎ ｔｉｍｅ. Ｉｎｄｉｖｉｄｕａｌ ｆｌｏｗｅｒｓ ｗｅｒｅ ｔａｇｇｅｄ ａｔ ｔｈｅ ｄａｙ ｏｆ
ｈａｓ ｆｏｃｕｓｅｄ ｏｎ ｔｈｅ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｏｆ ｃｏｍｐｒｅｈｅｎｓｉｖｅ ｆｌｏｗｅｒｉｎｇꎬ ａｎｄ ｄｅｖｅｌｏｐｉｎｇ ａｎｄ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｓｉｌｉｑｕｅｓ
ｓｔｒａｔｅｇｉｅｓ ｆｏｒ ｔｈｅ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｔｈｅｓｅ ｆａｃｔｏｒｓ ｉｎ ｒｅｃｅｎｔ ｗｅｒｅ ｓａｍｐｌｅｄ １５ꎬ ２０ꎬ ２５ꎬ ａｎｄ ３０ ｄａｙｓ ａｆｔｅｒ ｆｌｏｗｅｒ￣
ｅｔ ａｌ
ｙｅａｒｓ (Ｂｒｕｇｇｅｒ .ꎬ１９９７ꎻ Ｈａｎ ａｎｄ Ｇｒｏｓｓꎬ２００５ꎻ ｉｎｇ (ＤＡＦ). Ｉｎ ｏｒｄｅｒ ｔｏ ｆｏｌｌｏｗ ｅｍｂｒｙｏ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ
ｅｔ
Ｗｅｎｋꎬ ２００５). Ｔｈｉｓ ｈａｓ ｐｒｏｍｏｔｅｄ ｔｈｅ ｅｍｅｒｇｅｎｃｅ ｏｆ ｏｆ ｔｈｅ ｓｅｅｄｓꎬ ｉｎｔａｃｔ ｓｉｌｉｑｕｅ ｈａｓ ｂｅｅｎ ｕｓｅｄ (Ｆｏｌｔｅｒ
ａｌ ｅｔ ａｌ ｅｔ ａｌ
ｌｉｐｉｄｏｍｉｃｓꎬ ｗｈｉｃｈ ｉｓ ｂｅｃｏｍｉｎｇ ａｎ ｉｎｔｅｇｒａｌ ｐａｒｔ ｏｆ .ꎬ ２００４ꎻ Ｌｏｕｖｅｔ .ꎬ ２００６ꎻ Ｗａｇｓｔａｆｆ .ꎬ
ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｇｅｎｏｍｉｃｓ. Ｐｌａｎｔ ｌｉｐｉｄｏｍｉｃｓ ｉｓ ｂａｓｅｄ ｏｎ ２００９). Ｓｉｌｉｑｕｅｓ ｗｅｒｅ ｈａｒｖｅｓｔｅｄ ｆｏｒ ｌｉｐｉｄ ａｎａｌｙｓｉｓ ａｔ
ｅｌｅｃｔｒｏｓｐｒａｙ ｉｏｎｉｓａｔｉｏｎ ｔａｎｄｅｍ ｍａｓｓ ｓｐｅｃｔｒｏｍｅｔｒｙ ｅａｃｈ ｔｉｍｅ ｐｏｉｎｔ.
１３ Ｌｉｐｉｄ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ａｎｄ ＥＳＩ/ＭＳ￣ＭＳ ａｎａｌｙｓｉｓ
(ＥＳＩ￣ＭＳ/ＭＳ) ａｎａｌｙｓｉｓꎬ ｗｈｉｃｈ ｍａｋｅｓ ｉｔ ｐｏｓｓｉｂｌｅ ｔｏ
ｍｅａｓｕｒｅ ｈｕｎｄｒｅｄｓ ｏｆ ｌｉｐｉｄ ｍｏｌｅｃｕｌｅｓ ｉｎ ｖｉｖｏ ｗｉｔｈ Ｔｈｅ ｐｒｏｃｅｓｓｅｓ ｏｆ ｌｉｐｉｄ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎꎬ ＥＳＩ￣ＭＳ/ＭＳ
ｓｍａｌｌ ｓａｍｐｌｅｓ ａｎｄ ｉｎ ａ ｓｈｏｒｔ ｔｉｍｅꎻ ａｎｄ ｔｈｉｓ ｅｎａｂｌｅｓ ａｎａｌｙｓｉｓꎬ ａｎｄ ｑｕａｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｗｅｒｅ ｐｅｒｆｏｒｍｅｄ ａｓ ｄｅ￣
ｅｔ
ａｃｃｕｒａｔｅ ｃａｌｃｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ＤＢＩ ｏｆ ａｌｌ ｍｅａｓｕｒｅｄ ｍｅｍ￣ ｓｃｒｉｂｅｄ ｐｒｅｖｉｏｕｓｌｙ ｗｉｔｈ ｍｉｎｏｒ ｍｏｄｉｆｉｃａｔｉｏｎ (Ｗｅｌｔｉ
ｅｔ ａｌ ａｌ ｅｔ ａｌ ｅｔ ａｌ
ｂｒａｎｅ ｇｌｙｃｅｒｏｌｉｐｉｄｓ (Ｗｅｌｔｉ .ꎬ ２００２). Ｓｅｖｅｒａｌ .ꎬ ２００２ꎻ Ｌｉ .ꎬ ２００８ꎻ Ｚｈｅｎｇ .ꎬ ２０１１).
ｓｔｕｄｉｅｓ ｈａｖｅ ｅｍｐｌｏｙｅｄ ｌｉｐｉｄｏｍｉｃｓ ｔｏ ｐｒｏｆｉｌｅ ｃｈａｎｇｅｓ Ｅａｃｈ ｓａｍｐｌｅ ｃｏｎｔａｉｎｅｄ ｄｒｙ ｗｅｉｇｈｔ ｏｆ１０ ｔｏ ２０ｍｇ. Ｔｏ
ｉｎ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｓｐｅｃｉｅｓ ａｎｄ ＤＢＩ ａｔ ｌｏｗ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｓꎬ ｉｎｈｉｂｉｔ ｌｉｐｏｌｙｔｉｃ ａｃｔｉｖｉｔｙꎬ ｔｈｅ ｓｉｌｉｑｕｅｓ ｗｅｒｅ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ
ａｎｄ ｔｏ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｓｅ ｔｈｅ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ｏｆ ｇｅｎｅｓ ｔｈａｔ ｅｎｃｏｄｅ ｉｍｍｅｄｉａｔｅｌｙ ｉｎｔｏ３ｍＬ ｏｆ ｉｓｏｐｒｏｐａｎｏｌ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ００１％
植 物 分 类 与 资 源 学 报 第 卷
１８０ ３６
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｅｔ ａｌ
ｂｕｔｙｌａｔｅｄ ｈｙｄｒｏｘｙｔｏｌｕｅｎｅ ｉｎ ａ ７５ ℃ ｗａｔｅｒ ｂａｔｈ. Ｔｈｅ ｄｅｒｇｏｅｓ ａｂｓｃｉｓｓｉｏｎ ｉｎ (Ｗａｇｓｔａｆｆ .ꎬ
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
ｔｉｓｓｕｅ ｗａｓ ｅｘｔｒａｃｔｅｄ ｔｈｒｅｅ ｔｉｍｅｓ ｗｉｔｈ ｃｈｌｏｒｏｆｏｒｍ/ ２００９). Ｔｈｅ ｓｉｌｉｑｕｅ ｅｌｏｎｇａｔｅｓ ａｎｄ ｄｅｖｅｌ￣
ｍｅｔｈａｎｏｌ (２∶１) ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ００１％ ｂｕｔｙｌａｔｅｄ ｈｙｄｒｏｘｙ￣ ｏｐｅｄ ｉｍｍｅｄｉａｔｅｌｙ ａｆｔｅｒ ｐｏｌｌｉｎａｔｉｏｎ ａｎｄ ｒｅａｃｈｅｓ ｉｔｓ ｆｉ￣
ｔｏｌｕｅｎｅꎬ ｗｉｔｈ ｃｏｎｔｉｎｕｏｕｓ ａｇｉｔａｔｉｏｎ ｏｖｅｒ ｆｏｒ ７ ｄａｙｓ. ｎａｌ ｌｅｎｇｔｈ ａｐｐｒｏｘｉｍａｔｅｌｙ １５ ＤＡＦꎬ ａｔ ｗｈｉｃｈ ｐｏｉｎｔ ｔｈｅ
Ｔｈｅ ｒｅｍａｉｎｉｎｇ ｐｌａｎｔ ｔｉｓｓｕｅ ｗａｓ ｄｒｉｅｄ ｏｖｅｒｎｉｇｈｔ ａｔ ｓｉｌｉｑｕｅ ｉｓ ｍｏｓｔ ｇｒｅｅｎꎬ ｔｈｅｒｅａｆｔｅｒ ｔｈｅ ｓｉｌｉｑｕｅｓ ｂｅｃａｍｅ
１０５℃ ａｎｄ ｗｅｉｇｈｅｄ ｔｏ ｇｉｖｅ ｔｈｅ ｄｒｙ ｗｅｉｇｈｔ ｏｆ ｔｈｅ ｔｉｓ￣ ａ ｌｉｔｔｌｅ ｙｅｌｌｏｗ ａｔ ２０ ＤＡＦ ｉｓ ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｓｅ￣
ｓｕｅ. Ｌｉｐｉｄ ｓａｍｐｌｅｓ ｗｅｒｅ ａｎａｌｙｓｅｄ ｏｎ ａ ｔｒｉｐｌｅ ｑｕａｄｒｕ￣ ｎｅｓｃｅｎｃｅꎬ ｂｕｔ ｔｈｅ ｙｅｌｌｏｗｉｎｇ ｏｆ ｓｉｌｉｑｕｅｓ ｔｈａｔ ｉｓ ｖｅｒｙ
ｐｏｌｅ ＭＳ/ＭＳ ｅｑｕｉｐｐｅｄ ｆｏｒ ＥＳＩ. Ａｕｔｏｍａｔｅｄ ＥＳＩ￣ＭＳ/ ｅｖｉｄｅｎｔ ａｔ ２５ ＤＡＦ ｉｓ ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ
ＭＳ ａｎａｌｙｓｉｓ ｗａｓ ｐｅｒｆｏｒｍｅｄ ｉｎ ｔｈｅ Ａｎａｌｙｔｉｃａｌ Ｌｏａｂｏ￣ ａｎｄ ｄｅｓｉｃｃａｔｉｏｎ. Ｂｙ ３０ ＤＡＦꎬ ｔｈｅ ｓｉｌｉｑｕｅ ｉｓ ｆｕｌｌｙ
ｒａｔｏｒｙ ｏｆ ｔｈｅ Ｋａｎｓａｓ Ｌｉｐｉｄｏｍｉｃｓ Ｒｅｓｅａｒｃｈ Ｃｅｎｔｒｅꎬ ｙｅｌｌｏｗ ａｎｄ ｂｅｃｏｍｅｓ ｓｈａｔｔｅｒｅｄ. Ｕｓｉｎｇ ａ ｌｉｐｉｄｏｍｉｃ ａｐ￣
ｅｔ ａｌ
Ｍａｎｈａｔｔａｎꎬ ＵＳＡ. ＥＳＩ￣ＭＳ/ＭＳ ａｎａｌｙｓｉｓ ａｎｄ ｑｕａｎｔｉｆｉ￣ ｐｒｏａｃｈ ｂａｓｅｄ ｏｎ ＥＳＩ￣ＭＳ/ＭＳ (Ｗｅｌｔｉ .ꎬ ２００２ꎻ
ｅｔ ａｌ
ｃａｔｉｏｎ ｗｅｒｅ ｐｅｒｆｏｒｍｅｄ ａｓ ｄｅｓｃｒｉｂｅｄ ｐｒｅｖｉｏｕｓｌｙ (Ｋａｎ￣ Ｌｉ .ꎬ ２００８)ꎬ ｗｅ ｉｄｅｎｔｉｆｉｅｄ ｍｏｒｅ ｔｈａｎ １４０ ｍｏ￣
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
ｓａｓ Ｌｉｐｉｄｏｍｉｃｓ Ｒｅｓｅａｒｃｈ Ｃｅｎｔｒｅꎬｈｔｔｐ: / /ｗｗｗｋ￣ｓｔａｔｅ ｌｅｃｕｌａｒ ｓｐｅｃｉｅｓ ｏｆ ｐｏｌａｒ ｇｌｙｃｅｒｏｌｉｐｉｄｓ ｉｎ
ｅｄｕ/ｌｉｐｉｄ/ｌｉｐｉｄｏｍｉｃｓ). Ｔｈｅ ｌｉｐｉｄｓ ｏｆ ｅａｃｈ ｈｅａｄ￣ ｓｉｌｉｑｕｅｓ ｏｆ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ａｇｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ａｂｓｅｎｃｅ ｏｆ ｅｎｖｉｒｏｎ￣
ｇｒｏｕｐ ｃｌａｓｓ ｗｅｒｅ ｑｕａｎｔｉｆｉｅｄ ｂｙ ｃｏｍｐａｒｉｓｏｎ ｗｉｔｈ ｔｗｏ ｍｅｎｔａｌ ｓｔｒｅｓｓ (Ｔａｂｌｅｓ １－２ ａｎｄ Ｆｉｇ２－３). Ｔｈｅｓｅ ｍｏ￣
ｉｎｔｅｒｎａｌ ｓｔａｎｄａｒｄｓ ｆｏｒ ｔｈｅ ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｃｌａｓｓ. ｌｅｃｕｌａｒ ｓｐｅｃｉｅｓ ｉｎｃｌｕｄｅｄ ｐｈｏｓｐｈｏｌｉｐｉｄｓ ｏｆ ｓｉｘ ｈｅａｄ￣
１４ Ｄａｔａ ａｎａｌｙｓｉｓ
ｇｒｏｕｐ ｃｌａｓｓｅｓ:ｐｈｏｓｐｈａｔｉｄｙｌｃｈｏｌｉｎｅ (ＰＣ)ꎬｐｈｏｓｐｈａｔｉ￣
Ｄａｔａ ｐｒｏｃｅｓｓｉｎｇ ｗａｓ ｐｅｒｆｏｒｍｅｄ ａｓ ｐｒｅｖｉｏｕｓｌｙ ｄｙｌｅｔｈａｎｏｌａｍｉｎｅ (ＰＥ)ꎬ ｐｈｏｓｐｈａｔｉｄｙｌｉｎｏｓｉｔｏｌ (ＰＩ)ꎬ
ｅｔ ａｌ ｅｔ ａｌ
ｄｅｓｃｒｉｂｅｄ (Ｗｅｌｔｉ .ꎬ ２００２ꎻ Ｄｅｖａｉａｈ .ꎬ ｐｈｏｓｐｈａｔｉｄｙｌｓｅｒｉｎｅ (ＰＳ)ꎬ ＰＡꎬ ａｎｄ ｐｈｏｓｐｈａｔｉｄｙｌｇ￣
ｅｔ ａｌ
２００６ꎻ Ｚｈｅｎｇ .ꎬ ２０１２). ＤＢＩ ｗａｓ ｃａｌｃｕｌａｔｅｄ ｕ￣ ｌｙｃｅｒｏｌ (ＰＧ)ꎬ ａｓ ｗｅｌｌ ａｓ ｇａｌａｃｔｏｌｉｐｉｄｓ ｏｆ ｔｗｏ ｈｅａｄ￣
ｓｉｎｇ ｔｈｅ ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ ｆｏｒｍｕｌａ: ＤＢＩ＝[∑(Ｎ × ｍｏｌ％ ｇｒｏｕｐ ｃｌａｓｓｅｓ: ｍｏｎｏｇａｌａｃｔｏｓｙｌｄｉａｃｙｌｇｌｙｃｅｒｏｌ (ＭＧ￣
ｌｉｐｉｄ)]/１００ꎬ ｗｈｅｒｅ Ｎ ｉｓ ｔｈｅ ｔｏｔａｌ ｎｕｍｂｅｒ ｏｆ ｄｏｕｂｌｅ ＤＧ) ａｎｄ ｄｉｇａｌａｃｔｏｓｙｌｄｉａｃｙｌｇｌｙｃｅｒｏｌ (ＤＧＤＧ) (Ｗｅｌｔｉ
ｅｔ ａｌ
ｂｏｎｄｓ ｉｎ ｔｈｅ ｔｗｏ ｆａｔｔｙ ａｃｉｄ ｃｈａｉｎｓ ｏｆ ｅａｃｈ ｇｌｙｃｅｒｏｌｉｐ￣ .ꎬ２００２). Ｅａｃｈ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｓｐｅｃｉｅｓ ｗａｓ ｉｄｅｎｔｉｆｉｅｄ
ｅｔ ａｌ ｅｔ ａｌ
ｉｄ ｍｏｌｅｃｕｌｅ (Ｏｓｍｏｎｄ .ꎬ １９８２ꎻ Ｒａｗｙｌｅｒ .ꎬ ｉｎ ｒｅｌａｔｉｏｎ ｔｏ ｔｈｅ ｔｏｔａｌ ｎｕｍｂｅｒ ｏｆ ａｃｙｌ ｃａｒｂｏｎ ａｔｏｍｓ
ｅｔ ａｌ ｅｔ ａｌ ｅｔ ａｌ
１９９９ꎻ Ｂａｋｈｔ .ꎬ ２００６ꎻ Ｚｈｅｎｇ .ꎬ ２０１１). ａｎｄ ｄｏｕｂｌｅ ｂｏｎｄｓ (Ｗｅｌｔｉ .ꎬ ２００２). Ａｎ ｏｖｅｒ￣
Ｆｉｖｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｅｓ ｏｆ ｅａｃｈ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｗｅｒｅ ａｎａｌｙｓｅｄ. Ｔｈｅ ｖｉｅｗ ｏｆ ｔｈｅ ｆｉｎｄｉｎｇｓ (Ｔａｂｌｅｓ １－２ ａｎｄ Ｆｉｇｓ２－３) ｒｅ￣
Ｑ￣ｔｅｓｔ ｗａｓ ｐｅｒｆｏｒｍｅｄ ｏｎ ｔｈｅ ｔｏｔａｌ ａｍｏｕｎｔ ｏｆ ｌｉｐｉｄ ｉｎ ｖｅａｌｓ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ｍｏｓｔ ｌｉｐｉｄ ｓｐｅｃｉｅｓ ｃｈａｎｇｅｄ
ｅａｃｈ ｃｌａｓｓꎬ ａｎｄ ｄａｔａ ｆｒｏｍ ｄｉｓｃｏｒｄａｎｔ ｓａｍｐｌｅｓ ｗｅｒｅ ｄｒａｍａｔｉｃａｌｌｙ ｄｕｒｉｎｇ ｓｉｌｉｑｕｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ.
２２ Ｄｒａｍａｔｉｃ ｄｅｃｒｅａｓｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ｌｉｐｉｄ
ｒｅｍｏｖｅｄ. Ｔｈｅ ｄａｔａ ｗｅｒｅ ｓｕｂｊｅｃｔｅｄ ｔｏ ｏｎｅ￣ｗａｙ ａｎａｌｙ￣
ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｓｐｅｃｉｅｓ ｄｕｒｉｎｇ ｔｈｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｏｆ Ａｒａｂｉ￣
ｓｉｓ ｏｆ ｖａｒｉａｎｃｅ (ＡＮＯＶＡ) ｕｓｉｎｇ ＳＰＳＳ １３０. Ｓｔａｔｉｓｔｉ￣
ｄｏｐｓｉｓ ｓｉｌｉｑｕｅｓ
ｃａｌ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｃｅ ｗａｓ ｔｅｓｔｅｄ ｂｙ Ｆｉｓｈｅｒ’ｓ ｌｅａｓｔ ｓｉｇｎｉｆｉ￣
ｃａｎｔ ｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅ (ＬＳＤ) ｍｅｔｈｏｄ. Ｈｉｅｒａｒｃｈａｌ ｃｌｕｓｔｅｒｉｎｇ ｏｆ ｔｈｅ ｌｉｐｉｄ ｐｒｏｆｉｌｅｓ ｗａｓ
ｕｓｅｄ ｔｏ ｏｂｔａｉｎ ａｎ ｏｖｅｒａｌｌ ａｐｐｒｅｃｉａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｃｈａｎｇｅｓ
２ Ｒｅｓｕｌｔｓ ａｎｄ ｄｉｓｃｕｓｓｉｏｎ
ｉｎ ｉｄｅｎｔｉｔｉｅｓ ａｎｄ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎｓ ｏｆ ｌｉｐｉｄｓ ｄｕｒｉｎｇ ｔｈｅ
２１ Ｐｒｏｆｉｌｉｎｇ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｓｐｅｃｉｅｓ
ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｏｆ ｓｉｌｉｑｕｅｓ (Ｆｉｇ２). Ｔｈｅ ｔｏｔａｌ ａｍｏｕｎｔｓ ｏｆ
ｏｆ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｌｉｐｉｄｓ ｄｕｒｉｎｇ ｓｉｌｉｑｕｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｉｎ
ｌｉｐｉｄ ａｎｄ ｔｈｅ ａｖｅｒａｇｅ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｓｐｅｃｉｅｓ ｉｎ
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
ｅａｃｈ ｈｅａｄ￣ｇｒｏｕｐ ｃｌａｓｓ ａｒｅ ｓｈｏｗｎ ｉｎ Ｔａｂｌｅ１. Ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ
Ｌｉｐｉｄｏｍｉｃ ａｎａｌｙｓｉｓ ｗａｓ ａｐｐｌｉｅｄ ｔｏ ｅａｃｈ ｓｔａｇｅ ｏｆ ｂｏｔｈ ｅｘｔｒａｐｌａｓｔｉｄｉｃ ａｎｄ ｐｌａｓｔｉｄｉｃ ｌｉｐｉｄｓ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ｄｕｒ￣
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
ｓｉｌｉｑｕｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ (Ｆｉｇ１). Ｓｉｌｉｑｕｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｉｎ ｉｎｇ ｓｉｌｉｑｕｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｏｆ . Ｔｈｅ ａｍｏｕｎｔ ｏｆ
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
ｉｓ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔａｌｌｙ ｒｅｇｕｌａｔｅｄ ａｎｄ ｉｓ ｆａｒ ｔｏｔａｌ ｌｉｐｉｄｓ ｈａｄ ｄｅｃｌｉｎｅｄ ｂｙ １１２％ ａｔ ２０ ＤＡＦ (ｆｒｏｍ
－１
ｌｅｓｓ ｒｅｓｐｏｎｓｉｖｅ ｔｏ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌｌｙ ｉｎｄｕｃｅｄ ｖａｒｉａｂｉｌｉｔｙ １２３７ ｔｏ １０９９６ｎｍｏｌｍｇ )ꎬｗｈｉｃｈ ｗａｓ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ￣
ｔｈａｎ ｌｅａｖｅｓꎬ ａｎｄꎬ ｕｎｌｉｋｅ ｐｅｔａｌｓꎬ ｎｅｉｔｈｅｒ ｏｒｇａｎ ｕｎ￣ ｌｙ ｌｅｓｓ ｔｈａｎ ｔｈｅ ｄｅｃｒｅａｓｅｓ ｏｆ ５１７４％ (ａｔ ２５ ＤＡＦ)
期 ｅｔ ａｌ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
２ ＹＵ Ｘｉａｏ￣Ｍｅｉ .: Ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ Ｍｅｍｂｒａｎｅ Ｌｉｐｉｄｓ Ｄｕｒｉｎｇ Ｓｉｌｉｑｕｅ Ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｉｎ １ ８１
ａｎｄ６４９１％ (ａｔ３０ＤＡＦ) ｏｂｓｅｒｖｅｄ ｉｎ ＷＳ. Ｔｈｅｓｅ ｄａ￣ Ｉｎ ｔｈｉｓ ｃｏｎｔｅｘｔꎬ ａｎ ｉｎｔｅｒｅｓｔｉｎｇ ｑｕｅｓｔｉｏｎ ａｒｉｓｅｓ:
ｔａ ｉｎｄｉｃａｔｅ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｌａｒｇｅｓｔ ｄｅｃｌｉｎｅ ｏｃｃｕｒｒｅｄ ｄｕｒｉｎｇ ｓｉ￣ ｗｈｙ ｄｏ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ｌｉｐｉｄｓ ｄｅｃｒｅａｓｅ ｓｕｂｓｔａｎｔｉａｌｌｙ
ｌｉｑｕｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅꎬ ａｌｔｈｏｕｇｈ ｌｉｐｉｄ ｌｅｖｅｌｓ ｈａｄ ｓｔａｒｔｅｄ ｔｏ ｄｕｒｉｎｇ ｔｈｅ ｓｉｌｉｑｕｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｔｈａｔ ｏｃｃｕｒｓ ｎａｔｕｒａｌｌｙ ａｓ
ｄｅｃｌｉｎｅ ｅｖｅｎ ｂｅｆｏｒｅ ｄｉｓｔｉｎｃｔ ｙｅｌｌｏｗｉｎｇ ｂｅｃａｍｅ ａｐｐａ￣ ｐａｒｔ ｏｆ ｔｈｅ ｐｌａｎｔ ｌｉｆｅ ｃｙｃｌｅ? Ｉｔ ｓｅｅｍｓ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｍｏｓｔ
ｒｅｎｔ. Ｔｈｅ ｄｅｃｒｅａｓｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ｌｉｐｉｄ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｌｉｋｅｌｙ ａｎｓｗｅｒ ｔｏ ｔｈｉｓ ｑｕｅｓｔｉｏｎ ｉｓ ｔｈａｔ ｔｅｒｍｉｎａｌ ｅｖｅｎｔｓ
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
ｓｐｅｃｉｅｓ ｄｕｒｉｎｇ ｔｈｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｏｆ ｓｉｌｉｑｕｅｓ ｉｓ ｉｎ ｔｈｅ ｌｉｆｅ ｃｙｃｌｅ ｏｆ ａ ｐｌａｎｔ ｏｒｇａｎ ｉｎｉｔｉａｌｌｙ ｐｒｏｖｉｄｅ ａ
ｅｔ ａｌ
ｒｅｓｅｍｂｌｅ ｔｏ ｌｅａｆ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ (Ｗａｇｓｔａｆｆ .ꎬ ２００９). ｍｅｃｈａｎｉｓｍ ｆｏｒ ｔｈｅ ｍｏｂｉｌｉｓａｔｉｏｎ ｏｆ ｎｕｔｒｉｅｎｔｓ ｆｒｏｍ ｔｈｅ
ａｇｅｉｎｇ ｔｉｓｓｕｅ ｔｏ ｓｕｐｐｏｒｔ ｔｈｅ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｏｆ ｙｏｕｎｇｅｒ
ｔｉｓｓｕｅｓ ｏｒ ｓｅｅｄｓ. Ｔｈｉｓ ｉｓ ｆｏｌｌｏｗｅｄ ｂｙ ａ ｃｅｌｌ￣ｄｅａｔｈ
ｐｈａｓｅ ｄｕｒｉｎｇ ｗｈｉｃｈ ｕｎｗａｎｔｅｄ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅｓ ａｒｅ ｄｉｓｃａｒ￣
ｅｔ ａｌ
ｄｅｄ (Ｗａｇｓｔａｆｆ .ꎬ ２００９).
Ｕｎｌｉｋｅ ｌｅａｖｅｓꎬ ｔｈｅ ｓｅｅｄｓ ｃｏｎｔａｉｎｅｄ ｗｉｔｈｉｎ ｓｉ￣
ｌｉｑｕｅｓ ｃｏｎｔａｉｎ ｎｏｔ ｏｎｌｙ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｐｈｏｓｐｈｏｌｉｐｉｄｓꎬ ｂｕｔ
ａｌｓｏ ｓｔｏｒａｇｅ ｌｉｐｉｄｓꎬ ９０％ ｏｒ ｍｏｒｅ ｏｆ ｗｈｉｃｈ ａｒｅ ｐｒｅｓ￣
ｅｎｔ ｏｎｌｙ ｉｎ ｔｒｉａｃｙｌｇｌｙｃｅｒｏｌｓ (ＴＡＧｓ). Ｄｕｒｉｎｇ ｓｅｅｄ
ｅｔ ａｌ
ｍａｔｕｒａｔｉｏｎꎬ ＴＡＧｓ ａｒｅ ｂｉｏｓｙｎｔｈｅｓｉｓｅｄ (Ｔｉｎｇ .ꎬ
ｅｔ ａｌ
Ｆｉｇ１ Ｔｈｅｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅｏｆｓｉｌｉｑｕｅｓａｔ１５ꎬ２０ꎬ２５ꎬａｎｄ３０ １９９７ꎻ Ｓｉｌｏｔｏ .ꎬ ２００６) ａｎｄ ａｃｃｕｍｕｌａｔｅ ｉｎ ｄｉｓ￣
ｄａｙｓａｆｔｅｒｆｌｏｗｅｒｉｎｇｉｎＷＳ ｃｒｅｔｅ ｓｕｂｃｅｌｌｕｌａｒ ｏｒｇａｎｅｌｌｅｓ ｃａｌｌｅｄ ｏｉｌ ｂｏｄｉｅｓ. ＴＡＧｓ
ｉｎ ｔｈｅ ｏｉｌ ｂｏｄｉｅｓ ａｒｅ ｈｙｄｒｏｌｙｓｅｄ ｂｙ ｌｉｐａｓｅｓ ｔｏ ｐｒｏｖｉｄｅ
ｅｎｅｒｇｙ ａｎｄ ｃａｒｂｏｎ ｄｕｒｉｎｇ ｇｅｒｍｉｎａｔｉｏｎ. Ｔｈｅ ｐｒｏｃｅｓｓ
ｏｆ ＴＡＧ ｓｙｎｔｈｅｓｉｓ ｆｏｒ ｔｈｅ ｓｔｏｒａｇｅ ｏｆ ｌｉｐｉｄｓ ｓｈａｒｅｓ ｓｉｍｉ￣
ｌａｒ ｐａｔｈｗａｙｓ ａｎｄ ｃｏｍｍｏｎ ｃｈｅｍｉｃａｌ ｉｎｔｅｒｍｅｄｉａｔｅｓ
(ｓｕｃｈ ａｓ ＰＡ) ｗｉｔｈ ｔｈａｔ ｏｆ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｌｉｐｉｄｓ. ＰＡ ｉｓ ａ
ｓｅｃｏｎｄａｒｙ ｐｒｏｄｕｃｔ ｏｆ ＰＬＣ ａｃｔｉｖｉｔｙꎬ ａｎｄ ｉｔ ｉｓ ｔｈｅ ｐｒｉ￣
ｍａｒｙ ｐｒｏｄｕｃｔ ｏｆ ＰＬＤ ｓｉｇｎａｌｌｉｎｇ. ＰＬＤ ｈｙｄｒｏｌｙｓｅｓ
ｓｔｒｕｃｔｕｒａｌ ｌｉｐｉｄｓ ｓｕｃｈ ａｓ ＰＣ ｔｏ ｐｒｏｄｕｃｅ ＰＡ (Ｈａｒｔｏｇ
ｅｔ ａｌ
.ꎬ ２００１ꎻ Ｍｕｎｎｉｋꎬ ２００１). Ｔｈｅ ｓｙｎｔｈｅｓｉｓｅｄ ＰＡ
ｉｓ ｄｅｐｈｏｓｐｈｏｒｙｌａｔｅｄ ｔｏ ＤＡＧ ｂｙ ａ ＰＡ ｐｈｏｓｐｈａｔａｓｅ.
ＤＡＧ ｉｓ ｆｕｒｔｈｅｒ ａｃｙｌａｔｅｄ ｔｏ ｆｏｒｍ ＴＡＧｓ ｂｙ ＤＡＧ ａｃｙｌ￣
ｅｔ ａｌ
ｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ (Ｐａｒｔｈｉｂａｎｅ .ꎬ ２０１２). Ｍｏｒｅｏｖｅｒꎬ
ｔｈｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｏｆ ｔｈｅ ｓｉｌｉｑｕｅ ｗａｌｌｓ ｉｓ ｖｅｒｙ ｃｌｏｓｅｌｙ
ｌｉｎｋｅｄ ｔｏ ｓｅｅｄ ｍａｔｕｒａｔｉｏｎꎬ ｔｈｅ ｐｒｏｃｅｓｓ ｉｓ ｆａｒ ｌｅｓｓ ｒｅ￣
ｓｐｏｎｓｉｖｅ ｔｏ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ ｓｔｉｍｕｌｉ ｔｈａｎ ｔｈｅ ｓｅｎｅｓ￣
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｅｔ ａｌ
Ｆｉｇ２ Ｈｉｅｒａｒｃｈａｌ ｃｌｕｓｔｅｒｉｎｇ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｌｉｐｉｄ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ
ｃｅｎｃｅ ｏｆ ｍｏｓｔ ｏｒｇａｎｓ (Ｗａｇｓｔａｆｆ .ꎬ ２００９). Ｔｈｉｓ
ｓｐｅｃｉｅｓｄｕｒｉｎｇｔｈｅｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅｏｆｓｉｌｉｑｕｅｓｉｎＷＳａｎｄＰＬＤδ￣ＫＯｐｌａｎｔｓ.
ｓｕｇｇｅｓｔｓ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｐｒｏｄｕｃｔｓ ｏｆ ｔｈｅ ｈｙｄｒｏｌｙｓｉｓ ｏｆ ｓｉｌｉｑｕｅ
Ｅａｃｈｃｏｌｏｕｒｅｄｂａｒｗｉｔｈｉｎａｃｏｌｕｍｎｒｅｐｒｅｓｅｎｔｓａｌｉｐｉｄｍｏｌｅｃｕｌａｒｓｐｅｃｉｅｓ
ｍｅｍｂｒａｎｅ ｌｉｐｉｄｓ ｍａｙ ｂｅ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ｓｅｅｄｓ. Ａｓ ｉｎ
ｉｎｔｈｅｉｎｄｉｃａｔｅｄｃｕｌｔｉｖａｒｓａｎｄｔｒｅａｔｍｅｎｔｓ.Ｔｈｅｃｏｌｏｕｒｏｆｅａｃｈｂａｒｒｅｐｒｅ￣
ｓｅｎｔｓｔｈｅｌｅｖｅｌ ｏｆ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄｉｎｇ ｌｉｐｉｄ ｓｐｅｃｉｅｓꎬ ｗｉｔｈ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｓｈｏｗｎ ｓｅｅｄｓꎬ ａｓｓｉｍｉｌａｔｅｓ ｓｕｃｈ ａｓ ＰＡ ａｒｅ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｆｒｏｍ
ａｓｌｏｇ２ｏｆｔｈｅｌｉｐｉｄａｍｏｕｎｔ(ｎｍｏｌ/ｍｇｄｒｙｗｅｉｇｈｔ).Ａｔｏｔａｌｏｆ１４０ｌｉｐｉｄ ｓｉｌｉｑｕｅ ｗａｌｌｓ ａｎｄ ｒｅｄｉｓｔｒｉｂｕｔｅｄ ｔｏ ｔｈｅ ｄｅｖｅｌｏｐｉｎｇ
ｓｐｅｃｉｅｓｉｎｔｈｅｉｎｄｉｃａｔｅｄｌｉｐｉｄｃｌａｓｓｅｓｗｅｒｅｏｒｇａｎｉｓｅｄａｃｃｏｒｄｉｎｇｔｏｔｈｅｉｒ
ｓｅｅｄｓ ｆｏｒ ｔｈｅ ｓｙｎｔｈｅｓｉｓ ｏｆ ＴＡＧｓ. Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｔｈｅｒｅ ｒｅ￣
ｃｌａｓｓ(ａｓｉｎｄｉｃａｔｅｄ)ꎬｔｏｔａｌａｃｙｌｃａｒｂｏｎｓ(ｉｎ ａｓｃｅｎｄｉｎｇｏｒｄｅｒｗｉｔｈｉｎ ａ
ｍａｉｎｓ ａ ｎｅｅｄ ｔｏ ｖｅｒｉｆｙ ｗｈａｔ ｈａｐｐｅｎｓ ｔｏ ｔｈｏｓｅ ｐｏｌａｒ
ｃｌａｓｓ)ꎬａｎｄｔｏｔａｌｄｏｕｂｌｅｂｏｎｄｓ(ｉｎａｓｃｅｎｄｉｎｇｏｒｄｅｒｗｉｔｈｃｌａｓｓａｎｄｔｏ￣
ｉ ｅ. ｌｉｐｉｄｓ ａｎｄ ＴＡＧｓ ｄｕｒｉｎｇ ｓｉｌｉｑｕｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ａｎｄ ｓｅｅｄ
ｔａｌａｃｙｌｃａｒｂｏｎｓ). Ｔｈｅｄｒｙｗｅｉｇｈｔｉｓｄｒｙｗｅｉｇｈｔｍｉｎｕｓｌｉｐｉｄ ( ｄｒｙ
ｗｅｉｇｈｔａｆｔｅｒｌｉｐｉｄｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ) ｍａｔｕｒａｔｉｏｎ ａｎｄ ｇｅｒｍｉｎａｔｉｏｎ.
植 物 分 类 与 资 源 学 报 第 卷
１８２ ３６
２３ Ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｌｉｐｉｄ ｓｐｅｃｉｅｓ ｄｏ ｎｏｔ ｄｅ￣
ｉｎｔｅｒｃｏｎｖｅｒｓｉｏｎ ａｍｏｎｇ ｌｉｐｉｄｓ (Ｆｉｇ３ ａｎｄ Ｔａｂｌｅ ２).
ｃｒｅａｓｅ ａｔ ｔｈｅ ｓａｍｅ ｒａｔｅ ｄｕｒｉｎｇ ｓｉｌｉｑｕｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ
Ｗｈｅｒｅａｓ ｔｈｅ ｒｅｌａｔｉｖｅ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ｓｏｍｅ ｌｉｐｉｄｓ ｄｅｃｌｉｎｅｄꎬ
Ｗｅ ａｎａｌｙｓｅｄ ｔｈｅ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｒｅｌａｔｉｖｅ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ｔｈｏｓｅ ｏｆ ｏｔｈｅｒｓ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ. Ｔｈｉｓ ｓｕｇｇｅｓｔｓ ｔｈａｔ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ
ｔｈｅ ｖａｒｉｏｕｓ ｌｉｐｉｄ ｓｐｅｃｉｅｓ (ｍｏｌ ％)ꎬ ｗｈｉｃｈ ｃａｎ ｒｅｆｌｅｃｔ ｌｉｐｉｄｓ ｗｅｒｅ ｄｅｇｒａｄｅｄ ａｔ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｒａｔｅｓ. Ｓｐｅｃｉｆｉｃａｌｌｙꎬ
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ －１
Ｔａｂｌｅ１ Ｃｈａｎｇｅｓｉｎｌｉｐｉｄｃｌａｓｓｅｓｄｕｒｉｎｇ ｓｉｌｉｑｕｅｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅｉｎＷＳａｎｄＰＬＤδ￣ＫＯｐｌａｎｔｓ(ｎｍｏｌｍｇ ＤＷ)
ＳＥ ｎ Ｐ
Ｖａｌｕｅｓａｒｅｍｅａｎｓ± ( ＝４ｏｒ５). Ｖａｌｕｅｓｉｎｔｈｅｓａｍｅｒｏｗｗｉｔｈｄｉｆｆｅｒｅｎｔｌｅｔｔｅｒｓａｒｅｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙｄｉｆｆｅｒｅｎｔ( <００５).
Ｐ
ＡｎａｓｔｅｒｉｓｋｉｎｄｉｃａｔｅｓｔｈａｔｔｈｅｖａｌｕｅｉｓｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙｄｉｆｆｅｒｅｎｔｆｒｏｍｔｈａｔｏｆＷＳｕｎｄｅｒｔｈｅｓａｍｅｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ( <００５)
－１
Ｌｉｐｉｄｓ/ｎｍｏｌｍｇ ＤＷ
Ｌｉｐｉｄｃｌａｓｓ Ｐｌａｎｔｓｐｅｃｉｅｓ
１５ｄ ２０ｄ ２５ｄ ３０ｄ
ａ ａ ｂ ｃ
ＷＳ ７０３ ± １０４ ６２０ ± ０９７ ３０７ ± ０４６ １９６ ± ０２５
ＰＧ ＰＬＤδ￣ＫＯ ５００ ± ０５４ａ∗ ３２９ ± ０４６ｂ∗ １６６ ± ０１０ｃ∗ １０３ ± ０１３ｄ∗
ａ ａ ｂ ｂ
ＷＳ ７２０ ± １０１ ７１３ ± ０７１ ５１４ ± ０５６ ４１６ ± ０６２
ＰＩ ＰＬＤδ￣ＫＯ ４８４ ± ０３６ａ∗ ４２３ ± ０５４ａｂ∗ ３６４ ± ０４９ｂｃ∗ ３２４ ± ０３８ｃ
ａ ａ ｂ ｂ
ＷＳ １３３８ ± １７３ １１５７ ± １３６ ５７９ ± ０７２ ６０９ ± ０５２
ＰＥ ＰＬＤδ￣ＫＯ １１３３ ± １１２ａ ８３４ ± １２１ｂ∗ ６０２ ± ０８１ｃ ５５０ ± ０５５ｃ
ａ ａ ｂ ｂ
ＷＳ ２９２０ ± ２８３ ２５３５ ± ４８３ １３０３ ± ０２３ １２４２ ± １０９
ＰＣ ＰＬＤδ￣ＫＯ ２３２１ ± １８３ａ∗ １９０２ ± １９３ｂ １３０６ ± １３１ｃ １１３８ ± ０８０ｃ
ａ ｂ ｂ ａ
ＷＳ ０２２ ± ００４ ０１１ ± ００３ ０１２ ± ００３ ０１５ ± ００４
ＰＡ ＰＬＤδ￣ＫＯ ０２２ ± ００５ａ ００８ ± ００４ｂ ００５ ± ００２ｂ∗ ０１０ ± ００３ｂ
ａｂ ａ ｂｃ ｃ
ＷＳ ０６２ ± ０１０ ０７０ ± ０１１ ０４６ ± ００７ ０３２ ± ００７
ＰＳ ＰＬＤδ￣ＫＯ ０４３ ± ００３ａ∗ ０３６ ± ００７ａｂ∗ ０２９ ± ００７ｂｃ∗ ０２１ ± ００５ｃ
ａ ａ ｂ ｃ
ＷＳ ５２７９ ± ６９７ ４７０７ ± ６５１ ２５３９ ± ４０７ １４０２ ± １３１
ＭＧＤＧ ＰＬＤδ￣ＫＯ ３６７１ ± ４３９ａ∗ ２４７１ ± ３４１ｂ∗ １２５７ ± １２５ｃ∗ ６４２ ± １０１ｄ∗
ａ ａ ｂ ｃ
ＷＳ １３０１ ± ２０２ １１６１ ± １５５ ６６０ ± ０９３ ３９９ ± ０６２
ＤＧＤＧ ＰＬＤδ￣ＫＯ ９２２ ± １１３ａ∗ ６５６ ± １０６ｂ∗ ３４９ ± ０４８ｃ∗ １９１ ± ０２１ｄ∗
ａ ａ ｂ ｃ
ＷＳ １２３７０ ± １９７８ １０９９６ ± １４７８ ５９７０ ± ６７９ ４３４１ ± ５７２
Ｔｏｔａｌｌｉｐｉｄｓ ＰＬＤδ￣ＫＯ ９１２１ ± １３９９ａ ６６７７ ± １００７ｂ∗ ４０９５ ± ３９７ｃ∗ ２９９７ ± ３２２ｄ∗
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
Ｔａｂｌｅ２ Ｍｏｌ％ ｃｈａｎｇｅｓｉｎｌｉｐｉｄｃｌａｓｓｅｓｄｕｒｉｎｇ ｓｉｌｉｑｕｅｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅｉｎＷＳａｎｄＰＬＤδ￣ＫＯｐｌａｎｔｓ
ＳＥ ｎ Ｐ
Ｖａｌｕｅｓａｒｅｍｅａｎｓ± ( ＝４ｏｒ５). Ｖａｌｕｅｓｉｎｔｈｅｓａｍｅｒｏｗｗｉｔｈｄｉｆｆｅｒｅｎｔｌｅｔｔｅｒｓａｒｅｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙｄｉｆｆｅｒｅｎｔ( <００５).
Ｐ
ＡｎａｓｔｅｒｉｓｋｉｎｄｉｃａｔｅｓｔｈａｔｔｈｅｖａｌｕｅｉｓｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙｄｉｆｆｅｒｅｎｔｆｒｏｍｔｈａｔｏｆＷＳｕｎｄｅｒｔｈｅｓａｍｅｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ( <００５)
Ｌｉｐｉｄｓ/ｍｏｌ％
Ｌｉｐｉｄｃｌａｓｓ Ｐｌａｎｔｓｐｅｃｉｅｓ
１５ｄ ２０ｄ ２５ｄ ３０ｄ
ａ ａ ａ ａ
ＷＳ ５６７ ± ０６３ ５６２ ± ０７５ ５２７ ± ０５６ ４４８ ± ０６１
ＰＧ ＰＬＤδ￣ＫＯ ５５０ ± ０３２ａ ４９５ ± ０４４ａ ４０７ ± ０２５ｂ∗ ３４３ ± ０３３ｃ∗
ｂ ｂ ａ ａ
ＷＳ ５８６ ± ０６１ ６５２ ± ０５６ ９００ ± １３２ ９５９ ± ０８１
ＰＩ ＰＬＤδ￣ＫＯ ５４０ ± ０７３ｃ ６３２ ± ０６５ｃ ８８６ ± ０５０ｂ １０８４ ± ０１６ａ∗
ｂ ｂ ｂ ａ
ＷＳ １０８８ ± ０８４ １０４６ ± ０８２ ８９７ ± １０９ １４１４ ± １２８
ＰＥ ＰＬＤδ￣ＫＯ １２４８ ± ０７５ｃ １２５７ ± ０７４ｃ∗ １４６６ ± ０８６ｂ∗ １８３８ ± ０６０ａ∗
ａ ａ ｂ ｂ
ＷＳ ２３８４ ± ２４２ ２３００ ± ２０９ ２０２０ ± ２５０ ２８７７ ± １６１
ＰＣ ＰＬＤδ￣ＫＯ ２５６３ ± １９３ａ∗ ２８７９ ± ２１６ｂ∗ ３１９１ ± １３２ｃ∗ ３８１２ ± ２１０ｃ∗
ｂ ｃ ｂ ａ
ＷＳ ０１８ ± ００３ ０１０ ± ００１ ０２０ ± ００４ ０４３ ± ００７
ＰＡ ＰＬＤδ￣ＫＯ ０２５ ± ００４ａ ０１２ ± ００４ｂ ０１３ ± ００３ｂ∗ ０３２ ± ００５ａ
ｂ ａ ａ ａ
ＷＳ ０５０ ± ００３ ０６３ ± ００８ ０７６ ± ０１１ ０７５ ± ０１２
ＰＳ ＰＬＤδ￣ＫＯ ０４８ ± ００７ｃ ０５５ ± ００６ｂｃ ０７１ ± ００９ａ ０６８ ± ０１０ａｂ
ａ ａ ａ ｂ
ＷＳ ４２３６ ± ３１３ ４２８８ ± ３２４ ４４１５ ± ７０７ ３２１７ ± １８７
ＭＧＤＧ ＰＬＤδ￣ＫＯ ３９９１ ± ３２８ａ ３６６９ ± ２８４ａ∗ ３０７４ ± １９２ｂ∗ ２１２９ ± ２１３ｃ∗
ａ ａ ａ ａ
ＷＳ １０５３ ± ０８９ １０５９ ± ０８６ １１２３ ± １６２ ９５７ ± ０５５
ＤＧＤＧ ＰＬＤδ￣ＫＯ １００５ ± ０６７ａ ９７３ ± ０５８ａ ８５１ ± ０５５ｂ∗ ６３６ ± ０６６ｃ∗
期 ｅｔ ａｌ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
２ ＹＵ Ｘｉａｏ￣Ｍｅｉ .: Ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ Ｍｅｍｂｒａｎｅ Ｌｉｐｉｄｓ Ｄｕｒｉｎｇ Ｓｉｌｉｑｕｅ Ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｉｎ １ ８３
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
Ｆｉｇ３ Ｔｈｅｃｈａｎｇｅｓｏｆｒｅｌａｔｉｖｅｌｅｖｅｌｓ(ｍｏｌ％) ｏｆｌｉｐｉｄｍｏｌｅｃｕｌａｒｓｐｅｃｉｅｓｄｕｒｉｎｇ ｓｉｌｉｑｕｅｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ
ＳＥ ｎ
ｉｎＷＳａｎｄＰＬＤδ￣ＫＯｐｌａｎｔｓ. Ｖａｌｕｅｓａｒｅｍｅａｎｓ± ( ＝４ｏｒ５)
ｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｒａｔｅｓ ｏｆ ｄｅｇｒａｄａｔｉｏｎ ｏｆ ｅｘｔｒａｐｌａｓｔｉｄ￣ ＰＡ ｗａｓ ｓｈｏｗｎ ｔｏ ｉｎｃｒｅａｓｅ ｄｒａｍａｔｉｃａｌｌｙ ｕｐｏｎ ｅｘｐｏ￣
ｉｃ ａｎｄ ｐｌａｓｔｉｄｉｃ ｌｉｐｉｄｓ ｏｃｃｕｒｒｅｄ ｉｎ ｔｅｒｍｓ ｏｆ ｔｈｅｉｒ ｒｅｌａ￣ ｓｕｒｅ ｔｏ ｂｉｏｔｉｃ ａｎｄ ａｂｉｏｔｉｃ ｓｔｒｅｓｓｅｓ (Ｗａｎｇꎬ ２００５ꎻ Ｌｉ
Ａｒａｂｉ￣ ｅｔ ａｌ
ｔｉｖｅ ａｂｕｎｄａｎｃｅｓ ｄｕｒｉｎｇ ｓｉｌｉｑｕｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｉｎ .ꎬ ２００８). Ｔｈｉｓ ｓｕｇｇｅｓｔｓ ｔｈａｔ ｓｉｌｉｑｕｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ
ｄｏｐｓｉｓ
. Ｄｕｒｉｎｇ ｓｉｌｉｑｕｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｉｎ ｂｏｔｈ ＷＳ ａｎｄ ｉｓ ｎａｔｕｒａｌ ｅｖｅｎｔꎬ ｗｈｉｃｈ ｏｃｃｕｒｓ ａｓ ｐｌａｎｔｓ ａｇｅ.
２４ Ｔｈｅ ＤＢＩ ｏｆ ｔｏｔａｌ ｌｉｐｉｄｓ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ｗｉｔｈ ｎｏ
ＰＬＤδ￣ＫＯ ｐｌａｎｔｓꎬ ｔｈｅ ｒｅｌａｔｉｖｅ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ｐｌａｓｔｉｄｉｃ ｌｉｐｉ￣ ꎬ
ｃｈａｎｇｅ ｏｆ ｔｈｅ ＤＢＩｓ ｏｆ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｌｉｐｉｄ ｃｌａｓｓｅｓ
ｄｓ (ＰＧꎬ ＭＧＤＧꎬ ＤＧＤＧ) ｄｅｃｒｅａｓｅｄꎬ ｗｈｅｒｅａｓ ｔｈｏｓｅ
ｏｆ ｅｘｔｒａｐｌａｓｔｉｄｉｃ ｌｉｐｉｄｓ (ＰＩꎬ ＰＥꎬ ＰＣ) ｉｎｃｒｅａｓｅｄ. Ｍａｉｎｔａｉｎｉｎｇ ｔｈｅ ｉｎｔｅｇｒｉｔｙ ａｎｄ ｏｐｔｉｍａｌ ｆｌｕｉｄｉｔｙ ｏｆ
Ｔｈｉｓ ｓｕｇｇｅｓｔｅｄ ｔｈａｔ ｐｌａｓｔｉｄｉｃ ｌｉｐｉｄｓꎬ ｉｎｃｌｕｄｉｎｇ ＭＧ￣ ｍｅｍｂｒａｎｅｓ ｉｓ ｖｅｒｙ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｆｏｒ ｏｒｇａｎｉｓｍｓ. Ｉｎ ｔｈｉｓ
ＤＧꎬ ＤＧＤＧ ａｎｄ ＰＧ ａｒｅ ｄｅｇｒａｄｅｄ ｍｏｒｅ ｒａｐｉｄｌｙ ｔｈａｎ ｓｔｕｄｙꎬ ＤＢＩ ｗａｓ ｅｍｐｌｏｙｅｄ ｔｏ ｒｅｆｌｅｃｔ ｔｈｅ ｍｅｍｂｒａｎｅ
ｎｏｎ￣ｐｌａｓｔｉｄｉｃ ｌｉｐｉｄｓꎬ ｓｕｃｈ ａｓ ＰＥꎬ ＰＣꎬ ＰＩꎬ ａｎｄ ＰＳꎬ ｆｌｕｉｄｉｔｙ. Ｗｅ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅｄ ｔｈｅ ｍｏｌ％ ｃｏｎｔｅｎｔ ｏｆ ｅａｃｈ
ｗｈｉｃｈ ａｒｅ ｆｏｕｎｄ ｐｒｉｍａｒｉｌｙ ｉｎ ｔｈｅ ｍｅｍｂｒａｎｅｓ ｏｆ ｎｏｎ￣ ｌｉｐｉｄ ｍｏｌｅｃｕｌｅ ｓｐｅｃｉｅｓ ｂａｓｅｄ ｏｎ ｔｈｅ ｄａｔａ ｏｆ ｎｍｏｌ/ｍｇ
ｐｈｏｔｏｓｙｎｔｈｅｔｉｃ ｏｒｇａｎｅｌｌｅｓꎬ ｓｕｃｈ ａｓ ｔｈｅ ｅｎｄｏｐｌａｓｍｉｃ ｄｒｙ ｗｅｉｇｈｔꎬ ａｎｄ ｃａｌｃｕｌａｔｅｄ ｔｈｅ ＤＢＩ ｏｆ ｅａｃｈ ｌｉｐｉｄ
ｒｅｔｉｃｕｌｕｍ ａｎｄ ｍｉｔｏｃｈｏｎｄｒｉａ. Ｓｈｏｒｔｌｙ ａｆｔｅｒ ｔｈｅ ｏｎｓｅｔ ｏｆ ｓｐｅｃｉｅｓ.
ｓｉｌｉｑｕｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅꎬ ｔｈｅ ｃａｔａｂｏｌｉｓｍ ｏｆ ｐｌａｓｔｉｄｉｃ ｌｉｐｉｄｓ Ｗｅ ｆｏｕｎｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ＤＢＩ ｏｆ ｔｏｔａｌ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｌｉｐｉｄｓ
ｂｅｇａｎ ｂｅｆｏｒｅ ｔｈａｔ ｏｆ ｌｉｐｉｄｓ ｉｎ ｔｈｅ ｐｌａｓｍａ ｍｅｍｂｒａｎｅ. ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｄｕｒｉｎｇ ｓｉｌｉｑｕｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅꎬ
Ｉｎ ｔｈｉｓ ｓｔｕｄｙꎬ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ＰＡ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ａｆｔｅｒ ｔｈｅ ｂｅｇｉｎ￣ ｅｓｐｅｃｉａｌｌｙ ａｔ ３０ ＤＡＦ (Ｔａｂｌｅ ３)ꎬ ｆｒｏｍ ４６７ ｔｏ ４２７.
ｎｉｎｇ ｏｆ ｓｉｌｉｑｕｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ. Ｍｅｍｂｒａｎｅ ｌｉｐｉｄｓ ｎｏｒｍａｌ￣ Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｎｏ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ＤＢＩ ｏｆ ｅａｃｈ
ｌｙ ｃｏｎｔａｉｎ ｌｅｓｓ ｔｈａｎ １％ ＰＡꎻ ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｔｈｅ ｃｏｎｔｅｎｔ ｏｆ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｌｉｐｉｄ ｃｌａｓｓ ｅｘｃｅｐｔ ｏｆ ｔｏｔａｌ ＤＢＩ ｉｎ ＷＳ
植 物 分 类 与 资 源 学 报 第 卷
１８４ ３６
ｐｌａｎｔｓ ｄｕｒｉｎｇ ｓｉｌｉｑｕｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ. Ｔｈｅ ｄｅｃｒｅａｓｅ ｉｎ ｔｈｅ ＰＬＤδ￣ＫＯ ｍｕｔａｎｔ ａｎｄ ｗｉｌｄ￣ｔｙｐｅ ＷＳ ｐｌａｎｔｓ. Ａｌｔｈｏｕｇｈ
ＤＢＩ ｏｆ ｔｏｔａｌ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｌｉｐｉｄｓ ｍｉｇｈｔ ｈａｖｅ ｂｅｅｎ ｇｒｏｗｔｈ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ ｃａｎ ａｆｆｅｃｔ ＰＡ ｌｅｖｅｌｓꎬ ｂｕｔ ｔｈｅ ＰＡ
ｃａｕｓｅｄ ｂｙ ｔｈｅ ｄｒａｍａｔｉｃ ｄｅｃｒｅａｓｅ ｉｎ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ｃｏｎｔｅｎｔ ｗａｓ ｖｅｒｙ ｌｏｗ ａｎｄ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ｄｕｒｉｎｇ ｓｉｌｉｑｕｅ
ｐｌａｓｔｉｄｉｃ ｌｉｐｉｄｓ ａｎｄ ａｎ ｉｎｃｒｅａｓｅ ｉｎ ｔｈｅ ｒｅｌａｔｉｖｅ ｌｅｖｅｌｓ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｉｎ ＷＳ ｐｌａｎｔｓ. Ｗｅ ａｌｓｏ ｆｏｕｎｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｌｅｖ￣
ｏｆ ｅｘｔｒａｐｌａｓｔｉｄｉｃ ｌｉｐｉｄｓ. Ｇｉｖｅｎ ｔｈａｔ ｔｈｅ ＤＢＩ ｗａｓ ｃａｌ￣ ｅｌ ａｎｄ ｖａｒｉａｔｉｏｎ ｏｆ ＰＡ ａｎｄ ｏｔｈｅｒ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｌｉｐｉｄ
ｃｕｌａｔｅｄ ｂａｓｅｄ ｏｎ ｔｈｅ ｍｏｌ％ ｃｏｎｔｅｎｔ ｏｆ ｅａｃｈ ｌｉｐｉｄ ｃｏｍｐｏｎｅｎｔｓ ｗｅｒｅ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｂｅｔｗｅｅｎ ＷＳ ａｎｄ ＰＬＤδ￣
ｍｏｌｅｃｕｌｅ ｓｐｅｃｉｅｓꎬ ｉｔ ｉｓ ｃｏｎｃｅｉｖａｂｌｅ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｄｒａｍａｔｉｃ ＫＯ ｐｌａｎｔｓ (Ｔａｂｌｅｓ １－３ ａｎｄ Ｆｉｇ２－３). Ｆｏｒ ｅｘａｍ￣
ｄｅｃｒｅａｓｅ ｉｎ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ｇａｌａｃｔｏｌｉｐｉｄｓ ｍｉｇｈｔ ｈａｖｅ ｐｌｅꎬ ｔａｂｌｅ１ ｉｎｄｉｃａｔｅｄ ｔｈａｔ ｒａｔｅｓ ｏｆ ｄｅｃｌｉｎｅ ｉｎ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ
ｃｏｎｔｒｉｂｕｔｅｄ ｔｏ ｔｈｅ ｄｅｃｒｅａｓｅ ｏｆ ｔｈｅ ＤＢＩ ｏｆ ｔｏｔａｌ ｍｅｍ￣ ＰＥ ａｎｄ ＰＣ ｗｅｒｅ ｍｏｒｅ ｒａｐｉｄ ｉｎ ＷＳ ｔｈａｎ ｉｎ ＰＬＤδ￣
ｂｒａｎｅ ｌｉｐｉｄｓ. Ｔｈｉｓ ｓｕｇｇｅｓｔｅｄ ｔｈａｔ ｓｉｌｉｑｕｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ＫＯꎬ ｅｓｐｅｃｉａｌｌｙ ｄｕｒｉｎｇ ｔｈｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｏｆ ｓｉｌｉｑｕｅｓ
ｗｅｒｅ ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｄｅｃｒｅａｓｅ ｉｎ ＤＢＩ ｏｆ ｔｏｔａｌ ｌｉｐ￣ (ｆｒｏｍ ２０ｄ ｔｏ ２５ｄ). Ｍｏｒｅ ｉｍｐｏｒｔａｎｔｌｙꎬ ｌｅｓｓ ＰＡ ｗａｓ
ｉｄｓꎬ ｗｈｉｃｈ ｍａｙ ｈａｖｅ ｉｎｆｌｕｅｎｃｅｄ ｔｈｅ ｆｌｕｉｄｉｔｙ ａｎｄ ｉｎ￣ ｄｅｔｅｃｔｅｄ ｉｎ ｓｅｎｅｓｃｅｄ￣ｓｉｌｉｑｕｅｓ ｏｆ ＰＬＤδ￣ＫＯ ｔｈａｎ ｔｈａｔ
ｔｅｇｒｉｔｙ ｏｆ ｃｅｌｌｕｌａｒ ｍｅｍｂｒａｎｅｓ. ｏｆ ＷＳ. Ｔａｂｌｅ ２ ａｌｓｏ ｓｈｏｗｅｄ ｔｈａｔ ｒｅｌａｔｉｖｅ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ
２５ Ｔｈｅ ｖａｒｉａｔｉｏｎ ｉｎ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ｐｏｌａｒ ｌｉｐｉｄｓ ｉｎ
ｂｏｔｈ ＰＥ ａｎｄ ＰＣ ｗｅｒｅ ｈｉｇｈｅｒ ｉｎ ＰＬＤδ￣ＫＯ ｔｈａｎ ｉｎ
ＰＬＤδ￣ＫＯ ｐｌａｎｔｓ ｗａｓ ｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅ ｔｏ ｔｈａｔ ｏｂｓｅｒｖｅｄ
ＷＳ. Ｔｏｔａｌ ｌｉｐｉｄｓ ａｔ ｅａｃｈ ｓｔａｇｅ ａｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｌｏｗｅｒ
ｉｎ ＷＳ ｐｌａｎｔｓ
ｉｎ ＰＬＤδ￣ＫＯ ｍｕｔａｎｔ ｔｈａｎ ｉｎ ＷＳ. Ｌｉｐｉｄ ｐｒｏｆｉｌｉｎｇ ｄａｔａ
Ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ＰＬＤ ｏｎ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｏｆ ｓｉｌｉｑｕｅｓ ｉｎｄｉｃａｔｅ ｔｈａｔ ＰＬＤδ ｗａｓ ｉｎｖｏｌｖｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｍｅｔａｂｏｌｉｓｍ ｏｆ
ｍｉｇｈｔ ｂｅ ｒｅｌａｔｅｄ ｔｏ ｉｔｓ ｓｔｒｕｃｔｕｒａｌ ｒｏｌｅ ｏｒ ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｌｉｐｉｄｓ ｄｕｒｉｎｇ ｓｉｌｉｑｕｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ.
ｅｔ ａｌ
ｉｔｓ ｐｒｏｄｕｃｔꎬ ＰＡ (Ｈｏｎｇ .ꎬ ２００８). Ｔｏ ａｓｓｅｓｓ ｔｈｅ Ｉｎ ｐｌａｎｔｓꎬ ｔｈｅ ＰＬＤ ｆａｍｉｌｙ ｃｏｍｐｒｉｓｅｓ １２ ｍｅｍ￣
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
ｒｏｌｅ ｏｆ ＰＬＤδ ｉｎ ｔｈｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｏｆ ｓｉ￣ ｂｅｒｓꎬ ｗｈｅｒｅａｓ ｏｎｌｙ ｔｗｏ ＰＬＤｓ ｈａｖｅ ｂｅｅｎ ｉｄｅｎｔｉｆｉｅｄ ｉｎ
ｌｉｑｕｅｓꎬ ｗｅ ｅｍｐｌｏｙｅｄ ｃｏｍｐａｒｅｄ ｔｈｅ ｌｉｐｉｄ ｐｒｏｆｉｌｅｓꎬ ｅｓ￣ ａｎｉｍａｌｓ (Ｑｉｎ ａｎｄ Ｗａｎｇꎬ ２００２). Ｉｔ ｈａｓ ｂｅｅｎ ｈｙ￣
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
ｐｅｃｉａｌｌｙ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌ ｏｆ ＰＡ ｂｅｔｗｅｅｎ ｔｈｅ ｐｏｔｈｅｓｉｓｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｂａｓｉｓ ｆｏｒ ｔｈｅ ｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅｓ ｂｅｔｗｅｅｎ
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
Ｔａｂｌｅ３ Ｃｈａｎｇｅｓｉｎｔｈｅｄｏｕｂｌｅ￣ｂｏｎｄｉｎｄｅｘ(ＤＢＩ) ｏｆｍｅｍｂｒａｎｅｌｉｐｉｄｓｄｕｒｉｎｇ ｓｉｌｉｑｕｅｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅｉｎＷＳａｎｄＰＬＤδ￣ＫＯｐｌａｎｔｓ
ＳＥ ｎ Ｐ
Ｖａｌｕｅｓａｒｅｍｅａｎｓ± ( ＝４ｏｒ５). Ｖａｌｕｅｓｉｎｔｈｅｓａｍｅｒｏｗｗｉｔｈｄｉｆｆｅｒｅｎｔｌｅｔｔｅｒｓａｒｅｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙｄｉｆｆｅｒｅｎｔ( <００５).
Ｐ
ＡｎａｓｔｅｒｉｓｋｉｎｄｉｃａｔｅｓｔｈａｔｔｈｅｖａｌｕｅｉｓｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙｄｉｆｆｅｒｅｎｔｆｒｏｍｔｈａｔｏｆＷＳｕｎｄｅｒｔｈｅｓａｍｅｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ( <００５)
Ｄｏｕｂｌｅ￣ｂｏｎｄｉｎｄｅｘ(ＤＢＩ)
Ｌｉｐｉｄｃｌａｓｓ Ｐｌａｎｔｓｐｅｃｉｅｓ
１５ｄ ２０ｄ ２５ｄ ３０ｄ
ｂ ｂ ａｂ ａ
ＷＳ ２６４ ± ００５ ２６２ ± ００５ ２６８ ± ００５ ２７４ ± ００３
ＰＧ ＰＬＤδ￣ＫＯ ２６０ ± ００４ｂ ２５９ ± ０２ｂ ２６７ ± ００１ａ ２６０ ± ００７ａｂ
ａｂ ａ ａ ｂ
ＷＳ ２７２ ± ００４ ２７５ ± ００２ ２７３ ± ００２ ２６８ ± ００２
ＰＩ ＰＬＤδ￣ＫＯ ２７０ ± ００２ａｂ ２７４ ± ００４ａ ２６８ ± ００１ｂ∗ ２６３ ± ００３ｃ
ａｂ ａ ｂ ｃ
ＷＳ ３６５ ± ００９ ３７２ ± ００５ ３６３ ± ００２ ３５２ ± ００２
ＰＥ ＰＬＤδ￣ＫＯ ３６０ ± ００６ａ ３６６ ± ００６ａ ３５０ ± ００２ｂ∗ ３４０ ± ００２ｃ∗
ａ ａ ａ ａ
ＷＳ ３６９ ± ００５ ３７２ ± ００１ ３７０ ± ００３ ３６８ ± ００６
ＰＣ ＰＬＤδ￣ＫＯ ３６１ ± ００２ａ∗ ３６３ ± ００７ａｂ∗ ３５５ ± ００２ｂ∗ ３５３ ± ００３ｂ∗
ａ ａ ａ ａ
ＷＳ ３４４ ± ０１２ ３４６ ± ０１６ ３５８ ± ０１３ ３６９ ± ０１４
ＰＡ ＰＬＤδ￣ＫＯ ３４４ ± ０１１ａ ３３８ ± ０２０ａ ３５７ ± ０１４ａ ３６３ ± ０１４ａ
ａ ａ ａ ａ
ＷＳ ２９２ ± ００９ ２９８ ± ００７ ２９５ ± ００６ ２９１ ± ００６
ＰＳ ＰＬＤδ￣ＫＯ ２８６ ± ００９ａ ２９６ ± ００７ａ ２９１ ± ００６ａ ２８８ ± ００７ａ
ａ ａ ａ ａ
ＷＳ ５８７ ± ００２ ５８７ ± ００２ ５８７ ± ００１ ５８８ ± ００１
ＭＧＤＧ ＰＬＤδ￣ＫＯ ５８４ ± ００２ａ ５８４ ± ００１ａ ５８６ ± ００１ａ ５８５ ± ００１ａ
ｂ ａｂ ａ ａ
ＷＳ ５４１ ± ００２ ５４５ ± ００５ ５４７ ± ００３ ５４７ ± ００２
ＤＧＤＧ ＰＬＤδ￣ＫＯ ５３６ ± ００３ｂ ５４２ ± ００２ａ ５４４ ± ００２ａ ５３９ ± ００４ａｂ∗
ａ ａ ａ ｂ
ＷＳ ４６７ ± ００６ ４６９ ± ０１０ ４６０ ± ０１２ ４２７ ± ００８
Ｔｏｔａｌｌｉｐｉｄｓ ＰＬＤδ￣ＫＯ ４５６ ± ００９ａ ４５０ ± ００７ａ∗ ４２９ ± ００５ｂ∗ ３９７ ± ００６ｃ∗
期 ｅｔ ａｌ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
２ ＹＵ Ｘｉａｏ￣Ｍｅｉ .: Ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ Ｍｅｍｂｒａｎｅ Ｌｉｐｉｄｓ Ｄｕｒｉｎｇ Ｓｉｌｉｑｕｅ Ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｉｎ １ ８５
ｅｔａｌ
ｐｌａｎｔ ａｎｄ ａｎｉｍａｌ ＰＬＤｓ ｉｓ ｔｈａｔ ｔｈｅｙ ｍｉｇｈｔ ｐｌａｙ ａ ＢｒｕｇｇｅｒＢꎬＥｒｂｅｎＧ.ꎬＳａｎｄｈｏｆｆＲ .ꎬ１９９７. Ｑｕａｎｔｉｔａｔｉｖｅａｎａｌｙｓｉｓ
ｏｆｂｉｏｌｏｇｉｃａｌｍｅｍｂｒａｎｅｌｉｐｉｄｓａｔ ｔｈｅ ｌｏｗ ｐｉｃｏｍｏｌｅ ｌｅｖｅｌ ｂｙ ｎａｎｏ￣
ｍｏｒｅ ｄｉｖｅｒｓｅ ａｎｄ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｒｏｌｅ ｉｎ ｐｌａｎｔｓ ｔｈａｎ ｉｎ
Ｐｒｏｃｅｅｄ￣
ｅｌｅｃｔｒｏｓｐｒａｙｉｏｎｉｚａｔｉｏｎ ｔａｎｄｅｍ ｍａｓｓ ｓｐｅｃｔｒｏｍｅｔｒｙ [Ｊ].
ｏｔｈｅｒ ｏｒｇａｎｉｓｍｓ (Ｗａｎｇꎬ２００２). Ｔｈｉｓ ｍａｋｅｓ ｉｔ ｅｓｐｅ￣ ｉｎｇｓｏｆｔｈｅＮａｔｉｏｎａｌＡｃａｄｅｍｙｏｆＳｃｉｅｎｃｅｓｏｆｔｈｅＵｎｉｔｅｄＳｔａｔｅｓｏｆＡ￣
ｃｉａｌｌｙ ｉｎｔｅｒｅｓｔｉｎｇ ｔｏ ｅｌｕｃｉｄａｔｅ ｔｈｅ ｕｎｉｑｕｅ ａｎｄ ｒｅｄｕｎ￣ ｍｅｒｉｃａ ９４
ꎬ (６):２３３９—２３４４
ｄａｎｔ ｆｕｎｃｔｉｏｎｓ ｏｆ ｐｌａｎｔ ＰＬＤｓ. Ｔｈｉｓ ｐａｐｅｒ ｓｈｏｗｓ ｔｈａｔ Ｂｕｃｈａｎａｎ￣Ｗｏｌｌａｓｔｏｎ Ｖꎬ １９９７. Ｔｈｅ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｂｉｏｌｏｇｙ ｏｆ ｌｅａｆ ｓｅｎｅｓ￣
ＪｏｕｒｎａｌｏｆＥｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ Ｂｏｔａｎｙ ４８
ＰＬＤδ ｉｓ ｉｎｖｏｌｖｅｄ ｉｎ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ＰＬＤｓ ｃｅｎｃｅ [Ｊ]. ꎬ (３０７):１８１—
１９９
ｄｕｒｉｎｇ ｓｉｌｉｑｕｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ ｂｅｃａｕｓｅ ｏｔｈｅｒ ＰＬＤｓ ｃａｎ
ｅｔ ａｌ
ＤｅｖａｉａｈＳＰꎬ Ｐａｎ Ｘꎬ Ｈｏｎｇ Ｙ .ꎬ ２００７. Ｅｎｈａｎｃｉｎｇ ｓｅｅｄ ｑｕａｌｉｔｙ
ｃｏｍｐｅｎｓａｔｅ ｆｏｒ ｔｈｅ ｌｏｓｓ ｏｆ ＰＬＤδ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ｉｎ ＰＬＤδ￣ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
ａｎｄ ｖｉａｂｉｌｉｔｙｂｙｓｕｐｐｒｅｓｓｉｎｇｐｈｏｓｐｈｏｌｉｐａｓｅＤｉｎ [Ｊ].
ｄｅｆｉｃｉｅｎｔ ｐｌａｎｔｓ. ＰｌａｎｔＪｏｕｒｎａｌ ５０
ꎬ (６):９５０—９５７
ｅｔａｌ
ＤｅｖａｉａｈＳＰꎬＲｏｔｈＭＲꎬＢａｕｇｈｍａｎＥ .ꎬ２００６.Ｑｕａｎｔｉｔａｔｉｖｅｐｒｏｆｉ￣
３ Ｃｏｎｃｌｕｓｉｏｎ Ａｒａｂｉ￣
ｌｉｎｇ ｏｆ ｐｏｌａｒ ｇｌｙｃｅｒｏｌｉｐｉｄ ｓｐｅｃｉｅｓ ｆｒｏｍ ｏｒｇａｎｓ ｏｆ ｗｉｌｄ￣ｔｙｐｅ
ｄｏｐｓｉｓ
ａｎｄ ａ ｐｈｏｓｐｈｏｌｉｐａｓｅ Ｄ ａｌｐｈａ １ ｋｎｏｃｋｏｕｔ ｍｕｔａｎｔ [Ｊ].
Ｔｈｅ ｍｅｔａｂｏｌｉｓｍ ｏｆ ｏｒｇａｎｅｌｌｅ ｍｅｍｂｒａｎｅｓ ｐｌａｙｓ ａ Ｐｈｙｔｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙ ６７
ꎬ (１７):１９０７—１９２４
ｃｒｕｃｉａｌ ｒｏｌｅ ｄｕｒｉｎｇ ｓｉｌｉｑｕｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ. Ｔｈｉｓ ｐａｐｅｒ ｅｔａｌ
Ｅｓｐｉｎｏｚａ ＣꎬＭｅｄｉｎａＣꎬＳｏｍｅｒｖｉｌｌｅＳ .ꎬ２００７.Ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ￣ａｓｓｏｃｉ￣
ｈａｓ ｒｅｖｅａｌｅｄ ｃｏｍｐｌｅｘ ａｎｄ ｃｏｎｓｉｄｅｒａｂｌｅ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ
ａｔｅｄ ｇｅｎｅｓ ｉｎｄｕｃｅｄ ｄｕｒｉｎｇ ｃｏｍｐａｔｉｂｌｅ ｖｉｒａｌ ｉｎｔｅｒａｃｔｉｏｎｓ ｗｉｔｈ ｇｒａ￣
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ＪｏｕｒｎａｌｏｆＥｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌＢｏｔａｎｙ ５８
ｌｉｐｉｄ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｓｐｅｃｉｅｓ ｄｕｒｉｎｇ ｓｉｌｉｑｕｅ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ. ｐｅｖｉｎｅａｎｄ [Ｊ]. ꎬ
Ｔｈｅ ｄｅｇｒａｄａｔｉｏｎ ｏｆ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｌｉｐｉｄｓ ａｎｄ ｔｈｅ ｄｅｃｒｅａｓｅ (１２):３１９７—３２１２
ｅｔａｌ
ＦａｌｌａｈｉＨꎬＳｃｏｆｉｅｌｄＧＮꎬＢａｄｇｅｒＭＲ .ꎬ２００８. Ｌｏｃａｌｉｚａｔｉｏｎｏｆｓｕ￣
ｏｆ ｔｈｅ ＤＢＩ ｏｆ ｔｏｔａｌ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｌｉｐｉｄｓ ｉｎ ｓｉｌｉｑｕｅｓ ｗｅｒｅ
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓｔｈａｌｉ￣
ｃｒｏｓｅｓｙｎｔｈａｓｅｉｎｄｅｖｅｌｏｐｉｎｇｓｅｅｄａｎｄｓｉｌｉｑｕｅｓｏｆ
ｓｉｍｉｌａｒ ｔｏ ｔｈｏｓｅ ｆｏｕｎｄ ｉｎ ｌｅａｆ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ. Ｔｈｅ ｒｅｓｕｌｔｓ ａｎａ Ｊｏｕｒ￣
ｒｅｖｅａｌｓｄｉｖｅｒｓｅｒｏｌｅｓ ｆｏｒ ＳＵＳ ｄｕｒｉｎｇ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ [Ｊ].
ｏｆ ｔｈｉｓ ｓｔｕｄｙ ａｌｓｏ ｓｕｇｇｅｓｔ ｔｈａｔ ＰＬＤδ ｉｓ ｉｎｖｏｌｖｅｄ ｉｎ ｎａｌｏｆＥｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌＢｏｔａｎｙ ５９
ꎬ (１２):３２８３—３２９５
ｅｔ ａｌ
ｔｈｅ ｍｅｔａｂｏｌｉｓｍ ｏｆ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｌｉｐｉｄｓ ｄｕｒｉｎｇ ｓｉｌｉｑｕｅ ｓｅ￣ ＦａｎＬꎬＺｈｅｎｇＳＱꎬＷａｎｇ ＸＭ .ꎬ１９９７. Ａｎｔｉｓｅｎｓｅ ｓｕｐｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ
ｎｅｓｃｅｎｃｅ. Ｔｈｅ ｔｅｒｍｉｎａｌ ｅｖｅｎｔｓ ｉｎ ｔｈｅ ｌｉｆｅ ｃｙｃｌｅ ｏｆ ａ ｐｈｏｓｐｈｏｌｉｐａｓｅＤａｌｐｈａｒｅｔａｒｄｓａｂｓｃｉｓｉｃａｃｉｄ￣ａｎｄｅｔｈｙｌｅｎｅ￣ｐｒｏｍｏ￣
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ Ｔｈｅ Ｐｌａｎｔ
ｔｅｄｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅｏｆｐｏｓｔｈａｒｖｅｓｔ ｌｅａｖｅｓ [Ｊ].
ｐｌａｎｔ ｏｒｇａｎ ｉｎｉｔｉａｌｌｙ ｐｒｏｖｉｄｅ ａ ｍｅｃｈａｎｉｓｍ ｆｏｒ ｔｈｅ ｍｏ￣
Ｃｅｌｌ ９
ꎬ (１２):２１８３—２１９６
ｂｉｌｉｓａｔｉｏｎ ｏｆ ｎｕｔｒｉｅｎｔｓ ｆｒｏｍ ａｇｅｉｎｇ ｔｉｓｓｕｅ ｔｏ ｓｕｐｐｏｒｔ ｅｔａｌ
ＦｏｌｔｅｒＳꎬＢｕｓｓｃｈｅｒＪꎬＣｏｌｏｍｂｏＬ .ꎬ２００４. Ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｐｒｏｆｉｌｉｎｇｏｆ
ｔｈｅ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｏｆ ｙｏｕｎｇｅｒ ｔｉｓｓｕｅ ｏｒ ｓｅｅｄｓ. Ｆｒｏｍ ｔｈｅ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎｆａｃｔｏｒｇｅｎｅｓｄｕｒｉｎｇｓｉｌｉｑｕｅｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔｉｎ
ｏｂｔａｉｎｅｄ ｆｉｎｄｉｎｇｓꎬ ｗｅ ｉｎｆｅｒｒｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｐｒｏｄｕｃｔｓ ｏｆ [Ｊ]. ＰｌａｎｔＭｏｌｅｃｕｌａｒＢｉｏｌｏｇｙꎬ５６(３):３５１—３６６
ｈｙｄｒｏｌｙｓｉｓ ｏｆ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｌｉｐｉｄｓ ｍａｙ ｂｅ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ＧｉｏｖａｎｎｏｎｉＪＪꎬ２００４.Ｇｅｎｅｔｉｃｒｅｇｕｌａｔｉｏｎｏｆｆｒｕｉｔｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔａｎｄｒｉｐｅ￣
ＴｈｅＰｌａｎｔＣｅｌｌ １６
ｓｅｅｄｓ ｆｏｒ ｔｈｅ ｓｙｎｔｈｅｓｉｓ ｏｆ ｓｔｏｒａｇｅ ｌｉｐｉｄｓꎬ ｎａｍｅｌｙꎬ ｎｉｎｇ [Ｊ]. ꎬ :Ｓ１７０—Ｓ１８０
ＨａｎＸＬꎬＧｒｏｓｓＲＷꎬ２００５. Ｓｈｏｔｇｕｎ ｌｉｐｉｄｏｍｉｃｓ: Ｅｌｅｃｔｒｏｓｐｒａｙ ｉｏｎｉｚａ￣
ＴＡＧｓꎻ ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｆｕｒｔｈｅｒ ｓｔｕｄｉｅｓ ａｒｅ ｎｅｅｄｅｄ ｔｏ ｃｏｎ￣
ｔｉｏｎｍａｓｓｓｐｅｃｔｒｏｍｅｔｒｉｃａｎａｌｙｓｉｓ ａｎｄ ｑｕａｎｔｉｔａｔｉｏｎ ｏｆ ｃｅｌｌｕｌａｒ ｌｉｐｉ￣
ｆｉｒｍ ｔｈｉｓ ｈｙｐｏｔｈｅｓｉｓ.
ｄｏｍｅｓｄｉｒｅｃｔｌｙ ｆｒｏｍ ｃｒｕｄｅ ｅｘｔｒａｃｔｓ ｏｆ ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ ｓａｍｐｌｅｓ [Ｊ].
ＭａｓｓＳｐｅｃｔｒｏｍｅｔｒｙＲｅｖｉｅｗｓ ２４
ꎬ (３):３６７—４１２
Ａｃｋｎｏｗｌｅｄｇｍｅｎｔｓ
: Ｔｈｅ ａｕｔｈｏｒｓ ｔｈａｎｋ Ｍａｒｙ Ｒｏｔｈ (Ｋａｎｓａｓ ＨａｒｔｏｇＭꎬＭｕｓｇｒａｖｅ Ａꎬ Ｍｕｎｎｉｋ Ｔꎬ２００１. Ｎｏｄ ｆａｃｔｏｒ￣ｉｎｄｕｃｅｄ ｐｈｏｓ￣
Ｌｉｐｉｄｏｍｉｃｓ Ｒｅｓｅａｒｃｈ Ｃｅｎｔｅｒ) ｆｏｒ ｌｉｐｉｄ ａｎａｌｙｓｉｓ. ｐｈａｔｉｄｉｃａｃｉｄ ａｎｄ ｄｉａｃｙｌｇｌｙｃｅｒｏｌ ｐｙｒｏｐｈｏｓｐｈａｔｅ ｆｏｒｍａｔｉｏｎ: ａ ｒｏｌｅ
Ｔｈｅ
ｆｏｒｐｈｏｓｐｈｏｌｉｐａｓｅ Ｃ ａｎｄ Ｄ ｉｎ ｒｏｏｔ ｈａｉｒ ｄｅｆｏｒｍａｔｉｏｎ [Ｊ].
Ｒｅｆｅｒｅｎｃｅｓ ＰｌａｎｔＪｏｕｒｎａｌ ２５
: ꎬ (１):５５—６５
ｅｔａｌ
ＢａｋｈｔＪꎬＢａｎｏＡꎬＤｏｍｉｎｙＰꎬ２００６.Ｔｈｅｒｏｌｅｏｆａｂｓｃｉｓｉｃａｃｉｄａｎｄｌｏｗ ＨｏｎｇＹＹꎬＤｅｖａｉａｈＳＰꎬＢａｈｎＳＣ .ꎬ２００９.ＰｈｏｓｐｈｏｌｉｐａｓｅＤｅｐｓｉ￣
Ｃｉｃｅｒ ａｒｉｅｔｉｎｕｍ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｉｎ ｃｈｉｃｋｐｅａ ( ) ｃｏｌｄ ｔｏｌｅｒａｎｃｅ. ＩＩ. ｌｏｎａｎｄｐｈｏｓｐｈａｔｉｄｉｃａｃｉｄｅｎｈａｎｃｅ ｎｉｔｒｏｇｅｎｓｉｇｎａｌｉｎｇ
Ｊｏｕｒｎａｌ ＴｈｅＰｌａｎｔＪｏｕｒｎａｌ ５８
Ｅｆｆｅｃｔｓｏｎｐｌａｓｍａｍｅｍｂｒａｎｅｓｔｒｕｃｔｕｒｅａｎｄｆｕｎｃｔｉｏｎ [Ｊ]. ａｎｄｇｒｏｗｔｈ [Ｊ]. ꎬ (３):３７６—３８７
ｏｆＥｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌＢｏｔａｎｙ ５７ ｅｔａｌ
ꎬ (１４):３７０７—３７１５ ＨｏｎｇＹＹꎬＺｈｅｎｇＳＱꎬＷａｎｇＸＭ .ꎬ２００８.Ｄｕａｌｆｕｎｃｔｉｏｎｓｏｆｐｈｏｓ￣
Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ
Ｂｏｒｏｃｈｏｖ ＡꎬＨａｌｅｖｙＡＨꎬＳｈｉｎｉｔｚｋｙＭꎬ１９８２.Ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅａｎｄｔｈｅｆｌｕ￣ ｐｈｏｌｉｐａｓｅＤａｌｐｈａ１ｉｎｐｌａｎｔｒｅｓｐｏｎｓｅｔｏｄｒｏｕｇｈｔ [Ｊ].
Ｐｌａｎｔ １
ｉｄｉｔｙｏｆｒｏｓｅｐｅｔａｌｍｅｍｂｒａｎｅｓ:ｒｅｌａｔｉｏｎｓｈｉｐｔｏｐｈｏｓｐｈｏｌｉｐｉｄｍｅｔａｂ￣ ꎬ (２):２６２—２６９
ＰｌａｎｔＰｈｙｓｉｏｌｏｇｙ ６９ ｅｔａｌ
ｏｌｉｓｍ [Ｊ]. ꎬ (２):２９６—２９９ ＫｏｉｗａｉＡꎬＭａｔｓｕｚａｋｉＴꎬＳｕｚｕｋｉＦ .ꎬ１９８１. Ｃｈａｎｇｅｓｉｎ ｔｏｔａｌａｎｄ
ＢｒｏｗｎＪＨꎬＬｙｎｃｈＤＶꎬＴｈｏｍｐｓｏｎＪＥꎬ１９８７.Ｍｏｌｅｃｕｌａｒｓｐｅｃｉｅｓｓｐｅｃｉｆｉｃｉｔｙ ｐｏｌａｒｌｉｐｉｄｓａｎｄｔｈｅｉｒｆａｔｔｙａｃｉｄｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎｉｎｔｏｂａｃｃｏｌｅａｖｅｓｄｕｒ￣
Ｐｌａｎｔ ａｎｄ Ｃｅｌｌ Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙ ２２
ｏｆ ｐｈｏｓｐｈｏｌｉｐｉｄ ｂｒｅａｋｄｏｗｎ ｉｎ ｍｉｃｒｏｓｏｍａｌ ｍｅｍｂｒａｎｅｓ ｏｆ ｓｅｎｅｓｃｉｎｇ ｉｎｇｇｒｏｗｔｈ ａｎｄ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ [Ｊ]. ꎬ
ＰｌａｎｔＰｈｙｓｉｏｌｏｇｙ ８５
ｃａｒｎａｔｉｏｎｆｌｏｗｅｒｓ [Ｊ]. ꎬ (３):６７９—６８３ (６):１０５９—１０６５
植 物 分 类 与 资 源 学 报 第 卷
１８６ ３６
ｅｔａｌ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｅｔ ａｌ
ＫｏｕＸꎬＷａｔｋｉｎｓＣＢꎬＧａｎＳＳ .ꎬ２０１２. ＡｔＮＡＰ ｒｅｇｕ￣ ＴｈｏｍｐｓｏｎＪＥꎬ Ｍａｙａｋ Ｓꎬ Ｓｈｉｎｉｔｚｋｙ Ｍ .ꎬ １９８２. Ａｃｃｅｌｅｒａｔｉｏｎ ｏｆ
Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ Ｂｏｔａｎｙ ６３
ｌａｔｅｓｆｒｕｉｔ ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ [Ｊ]. ꎬ ｍｅｍｂｒａｎｅｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅｉｎｃｕｔｃａｒｎａｔｉｏｎ ｆｌｏｗｅｒｓ ｂｙ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｗｉｔｈ
ＰｌａｎｔＰｈｙｓｉｏｌｏｇｙ ６９
(１７):６１３９—６１４７ ｅｔｈｙｌｅｎｅ [Ｊ]. ꎬ (４):８５９—８６３
ｅｔａｌ ｅｔ ａｌ
ＬｉＷＱꎬＷａｎｇＲＰꎬＬｉＭＹ .ꎬ２００８.Ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｌｄｅｇｒａｄａｔｉｏｎｏｆｅｘ￣ ＴｉｎｇＪＴＬꎬＢａｌｓａｍｏ ＲＡꎬ Ｒａｔｎａｙａｋｅ Ｃ .ꎬ １９９７. Ｏｌｅｏｓｉｎ ｏｆ ｐｌａｎｔ
ｔｒａｐｌａｓｔｉｄｉｃａｎｄｐｌａｓｔｉｄｉｃ ｌｉｐｉｄｓ ｄｕｒｉｎｇ ｆｒｅｅｚｉｎｇ ａｎｄ ｐｏｓｔ￣ｆｒｅｅｚｉｎｇ ｓｅｅｄ ｏｉｌ ｂｏｄｉｅｓ ｉｓ ｃｏｒｒｅｃｔｌｙ ｔａｒｇｅｔｅｄ ｔｏ ｔｈｅ ｌｉｐｉｄ ｂｏｄｉｅｓ ｉｎ ｔｒａｎｓ￣
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｔｈａｌｉａｎａ Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ Ｃｈｅｍｉｓｔｒｙ ２７２
ｒｅｃｏｖｅｒｙ ｉｎ [Ｊ]. ｆｏｒｍｅｄｙｅａｓｔ [Ｊ]. ꎬ (６):
Ｃｈｅｍｉｓｔｒｙ ２８３
ꎬ (１):４６１—４６８ ３６９９—３７０６
ｅｔ ａｌ
ＬｉｍＰＯꎬＮａｍ ＨＧꎬ ２００５. Ｔｈｅ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ａｎｄ ｇｅｎｅｔｉｃ ｃｏｎｔｒｏｌ ｏｆ ｌｅａｆ ＵｒａｊｉＭꎬＫａｔａｇｉｒｉＴꎬＯｋｕｍａ Ｅ .ꎬ２０１２. Ｃｏｏｐｅｒａｔｉｖｅ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ｏｆ
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ Ｃｕｒｒｅｎｔ Ｔｏｐｉｃｓ ｉｎ
ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅａｎｄｌｏｎｇｅｖｉｔｙ ｉｎ [Ｊ]. ＰＬＤｄｅｌｔａａｎｄＰＬＤａｌｐｈａ１ｉｎａｂｓｃｉｓｉｃａｃｉｄ￣ｉｎｄｕｃｅｄｓｔｏｍａｔａｌｃｌｏ￣
ＤｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔａｌＢｉｏｌｏｇｙ ６７ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ＰｌａｎｔＰｈｙｓｉｏｌｏｇｙ １５９
ꎬ :４９—８３ ｓｕｒｅｉｎ [Ｊ]. ꎬ (１):４５０—４６０
ｅｔａｌ ｅｔ ａｌ
ＬｏｕｖｅｔＲꎬＣａｖｅｌＥꎬＧｕｔｉｅｒｒｅｚＬ .ꎬ２００６. Ｃｏｍｐｒｅｈｅｎｓｉｖｅｅｘｐｒｅｓ￣ ＷａｇｓｔａｆｆＣꎬ Ｙａｎｇ ＴＪＷꎬ Ｓｔｅａｄ ＡＤ .ꎬ ２００９. Ａ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ａｎｄ
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
ｓｉｏｎｐｒｏｆｉｌｉｎｇｏｆ ｔｈｅ ｐｅｃｔｉｎ ｍｅｔｈｙｌｅｓｔｅｒａｓｅ ｇｅｎｅ ｆａｍｉｌｙ ｄｕｒｉｎｇ ｓｉ￣ ｓｔｒｕｃｔｕｒａｌ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｓｅｎｅｓｃｉｎｇ ｓｉｌｉｑｕｅｓ ａｎｄ
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｔｈａｌｉａｎａ Ｐｌａｎｔａ ２２４
ｌｉｑｕｅ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｉｎ [Ｊ]. ꎬ ｃｏｍｐａｒｉｓｏｎ ｏｆ ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎａｌ ｐｒｏｆｉｌｅｓ ｗｉｔｈ ｓｅｎｅｓｃｉｎｇ ｐｅｔａｌｓ ａｎｄ
ＴｈｅＰｌａｎｔＪｏｕｒｎａｌ ５７
(４):７８２—７９１ ｌｅａｖｅｓ [Ｊ]. ꎬ (４):６９０—７０５
ｅｔ ａｌ ｅｔ ａｌ
ＬｏｕｖｅｔＲꎬＲａｙｏｎ Ｃꎬ Ｄｏｍｏｎ ＪＭ .ꎬ ２０１１. Ｍａｊｏｒ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ＷａｌｔｏｎＬＪꎬＫｕｒｅｐｉｎ ＬＶꎬ Ｙｅｕｎｇ ＥＣ .ꎬ ２０１２. Ｅｔｈｙｌｅｎｅ ｉｎｖｏｌｖｅ￣
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓｔｈａｌｉａｎａ Ｂｒａｓｓｉｃａｎａｐｕｓ
ｃｅｌｌｗａｌｌｄｕｒｉｎｇｓｉｌｉｑｕｅｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔｉｎ [Ｊ]. ｍｅｎｔｉｎｓｉｌｉｑｕｅａｎｄｓｅｅｄｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔｏｆｃａｎｏｌａꎬ Ｌ
Ｐｈｙｔｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙ ７２ ＰｌａｎｔＰｈｙｓｉｏｌｏｇｙａｎｄＢｉｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙ ５８
ꎬ (１):５９—６７ [Ｊ]. ꎬ :１４２—１５０
ｅｔａｌ
ＭａｒｔｉｎｅｚＤＥꎬＣｏｓｔａＭＬꎬＧｏｍｅｚＦＭ .ꎬ２００８. ‘Ｓｅｎｅｓｃｅｎｃｅ￣ａｓｓｏ￣ ＷａｎｇＸＭꎬ ２００２. Ｐｈｏｓｐｈｏｌｉｐａｓｅ Ｄ ｉｎ ｈｏｒｍｏｎａｌ ａｎｄ ｓｔｒｅｓｓ ｓｉｇｎａｌｉｎｇ
ＣｕｒｒｅｎｔＯｐｉｎｉｏｎｉｎＰｌａｎｔＢｉｏｌｏｇｙ ５
ｃｉａｔｅｄｖａｃｕｏｌｅｓ’ ａｒｅｉｎｖｏｌｖｅｄｉｎｔｈｅｄｅｇｒａｄａｔｉｏｎｏｆｃｈｌｏｒｏｐｌａｓｔｐｒｏ￣ [Ｊ]. ꎬ (５):４０８—４１４
Ｔｈｅ Ｐｌａｎｔ Ｊｏｕｒｎａｌ ５６ ＣｕｒｒｅｎｔＯｐｉｎｉｏｎｉｎＰｌａｎｔＢｉｏｌ￣
ｔｅｉｎｓｉｎｔｏｂａｃｃｏｌｅａｖｅｓ [Ｊ]. ꎬ (２):１９６— ＷａｎｇＸＭꎬ２００４.Ｌｉｐｉｄｓｉｇｎａｌｉｎｇ [Ｊ].
ｏｇｙ ７
２０６ ꎬ (３):３２９—３３６
ＭｕｎｎｉｋＴꎬ２００１. Ｐｈｏｓｐｈａｔｉｄｉｃ ａｃｉｄ: ａｎ ｅｍｅｒｇｉｎｇ ｐｌａｎｔ ｌｉｐｉｄ ｓｅｃｏｎｄ ＷａｎｇＸＭ ２００５. Ｒｅｇｕｌａｔｏｒｙ ｆｕｎｃｔｉｏｎｓ ｏｆ ｐｈｏｓｐｈｏｌｉｐａｓｅ Ｄ ａｎｄ ｐｈｏｓ￣
ＴｒｅｎｄｓｉｎＰｌａｎｔＳｃｉｅｎｃｅ ６
ｍｅｓｓｅｎｇｅｒ [Ｊ]. ꎬ (５):２２７—２３３ ｐｈａｔｉｄｉｃａｃｉｄｉｎｐｌａｎｔ ｇｒｏｗｔｈꎬ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔꎬ ａｎｄ ｓｔｒｅｓｓ ｒｅｓｐｏｎ￣
ｅｔａｌ ＰｌａｎｔＰｈｙｓｉｏｌｏｇｙ １３９
Ｎａｖａｒｉ￣ＩｚｚｏＦꎬＱｕａｒｔａｃｃｉＭＦꎬＭｅｌｆｉＤ .ꎬ１９９３.Ｌｉｐｉｄｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎ ｓｅｓ [Ｊ]. ꎬ (２):５６６—５７３
ｅｔ ａｌ
ｏｆｐｌａｓｍａｍｅｍｂｒａｎｅｓｉｓｏｌａｔｅｄｆｒｏｍｓｕｎｆｌｏｗｅｒｓｅｅｄｌｉｎｇｓｇｒｏｗｎｕｎ￣ ＷｅｌｔｉＲꎬＬｉＷＱꎬ Ｌｉ ＭＹ .ꎬ ２００２. Ｐｒｏｆｉｌｉｎｇ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｌｉｐｉｄｓ ｉｎ
Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｉａ Ｐｌａｎｔａｒｕｍ ８７ ＪｏｕｒｎａｌｏｆＢｉｏｌｏｇｉｃａｌＣｈｅｍｉｓｔｒｙ ２７７
ｄｅｒ ｗａｔｅｒ￣ｓｔｒｅｓｓ [Ｊ]. ꎬ (４): ５０８— ｐｌａｎｔｓｔｒｅｓｓｒｅｓｐｏｎｓｅｓ [Ｊ]. ꎬ
５１４ (３５):３１９９４—３２００２
ｅｔａｌ Ｎａｔｕｒｅ Ｒｅ￣
ＯｓｍｏｎｄＤＬꎬＷｉｌｓｏｎＲＦꎬＲａｐｅｒＣＤ .ꎬ１９８２.Ｆａｔｔｙａｃｉｄｃｏｍｐｏｓｉ￣ ＷｅｎｋＭＲꎬ２００５. Ｔｈｅ ｅｍｅｒｇｉｎｇ ｆｉｅｌｄ ｏｆ ｌｉｐｉｄｏｍｉｃｓ [Ｊ].
ｖｉｅｗｓＤｒｕｇＤｉｓｃｏｖｅｒｙ ４
ｔｉｏｎａｎｄｎｉｔｒａｔｅｕｐｔａｋｅｏｆｓｏｙｂｅａｎｒｏｏｔｓｄｕｒｉｎｇａｃｃｌｉｍａｔｉｏｎｔｏｌｏｗ ꎬ (７):５９４—６１０
ＰｌａｎｔＰｈｙｓｉｏｌｏｇｙ ７０ ｅｔ ａｌ
ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ [Ｊ]. ꎬ (６):１６８９—１６９３ ＺｈａｎｇＷＨꎬＷａｎｇ ＣＸꎬ Ｑｉｎ ＣＢ .ꎬ ２００３. Ｔｈｅ ｏｌｅａｔｅ￣ｓｔｉｍｕｌａｔｅｄ
ｅｔａｌ
ＰａｒｔｈｉｂａｎｅＶꎬＩｙａｐｐａｎＲꎬＶｉｊａｙａｋｕｍａｒＡ .ꎬ２０１２.Ｓｅｒｉｎｅ/Ｔｈｒｅｏ￣ ｐｈｏｓｐｈｏｌｉｐａｓｅＤꎬＰＬＤｄｅｌｔａꎬａｎｄｐｈｏｓｐｈａｔｉｄｉｃａｃｉｄｄｅｃｒｅａｓｅＨ２
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ Ｔｈｅ Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌ １５
ｎｉｎｅ/Ｔｙｒｏｓｉｎｅｐｒｏｔｅｉｎｋｉｎａｓｅｐｈｏｓｐｈｏｒｙｌａｔｅｓｏｌｅｏｓｉｎꎬａｒｅｇｕｌａｔｏｒｏｆ Ｏ２￣ｉｎｄｕｃｅｄｃｅｌｌ ｄｅａｔｈ ｉｎ [Ｊ]. ꎬ
ＰｌａｎｔＰｈｙｓｉｏｌｏｇｙ １５９
ｌｉｐｉｄｍｅｔａｂｏｌｉｃｆｕｎｃｔｉｏｎｓ [Ｊ]. ꎬ (１):９５— (１０):２２８５—２２９５
ｅｔａｌ
１０４ ＺｈａｎｇＹＹꎬＺｈｕＨＹꎬＺｈａｎｇＱ .ꎬ２００９.ＰｈｏｓｐｈｏｌｉｐａｓｅＤａｌｐｈａ１
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
ＱｉｎＣＢꎬ Ｗａｎｇ ＸＭꎬ ２００２. Ｔｈｅ ｐｈｏｓｐｈｏｌｉｐａｓｅ Ｄ ｆａｍｉｌｙ. ａｎｄｐｈｏｓｐｈａｔｉｄｉｃａｃｉｄｒｅｇｕｌａｔｅＮＡＤＰＨｏｘｉｄａｓｅａｃｔｉｖｉｔｙａｎｄ ｐｒｏ￣
Ｃｈａｒａｃｔｅｒｏｚａｔｉｏｎ ｏｆ ａ ｃａｌｃｉｕｍ￣ｉｎｄｅｐｅｎｄｅｎｔ ａｎｄ ｐｈｏｓｐｈａｔｉｄｙｌｃｈｏ￣ ｄｕｃｔｉｏｎｏｆｒｅａｃｔｉｖｅｏｘｙｇｅｎｓｐｅｃｉｅｓｉｎＡＢＡ￣ｍｅｄｉａｔｅｄｓｔｏｍａｔａｌｃｌｏ￣
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ＴｈｅＰｌａｎｔＣｅｌｌ ２１
ｌｉｎｅ￣ｓｅｌｅｃｔｉｖｅＰＬＤ ｚｅｔａ １ ｗｉｔｈ ｄｉｓｔｉｎｃｔ ｒｅｇｕｌａｔｏｒｙ ｄｏｍａｉｎｓ [Ｊ]. ｓｕｒｅｉｎ [Ｊ]. ꎬ (８):２３５７—２３７７
ＰｌａｎｔＰｈｙｓｉｏｌｏｇｙ １２８ ｅｔａｌ
ꎬ (３):１０５７—１０６８ ＺｈｅｎｇＧＷꎬＣｈｅｎＪꎬＬｉＷＱ .ꎬ２０１２.Ｐｒｏｆｉｌｉｎｇｏｆｍｅｍｂｒａｎｅｌｉｐｉｄｓ
ｅｔａｌ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ＰｌａｎｔＤｉｖｅｒｓｉ￣
ＲａｗｙｌｅｒＡꎬＰａｖｅｌｉｃＤꎬＧｉａｎｉｎａｚｚｉＣ .ꎬ１９９９.Ｍｅｍｂｒａｎｅｌｉｐｉｄｉｎ￣ ｏｆ ｒｏｏｔｓｄｕｒｉｎｇｃａｔｅｃｈｉｎｔｒｅａｔｍｅｎｔ [Ｊ].
ｔｙａｎｄＲｅｓｏｕｒｃｅｓ ３４
ｔｅｇｒｉｔｙｒｅｌｉｅｓｏｎａｔｈｒｅｓｈｏｌｄｏｆＡＴＰｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎｒａｔｅｉｎｐｏｔａｔｏｃｅｌｌ ꎬ (４):３８３—３９０
Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙ １２０ ｅｔ ａｌ
ｃｕｌｔｕｒｅｓｓｕｂｍｉｔｔｅｄｔｏａｎｏｘｉａ [Ｊ]. ꎬ (１): ＺｈｅｎｇＧＷꎬＴｉａｎＢꎬＺｈａｎｇ ＦＪ .ꎬ２０１１. Ｐｌａｎｔ ａｄａｐｔａｔｉｏｎ ｔｏ ｆｒｅ￣
２９３—３００ ｑｕｅｎｔａｌｔｅｒａｔｉｏｎｓｂｅｔｗｅｅｎｈｉｇｈａｎｄｌｏｗｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｓ:ｒｅｍｏｄｅｌｌｉｎｇ
ｅｔ ａｌ
ＳｃｈｅｒｅｒＭꎬＢｏｅｔｔｃｈｅｒＡꎬ Ｌｉｅｂｉｓｃｈ Ｇ .ꎬ ２０１１. Ｌｉｐｉｄ ｐｒｏｆｉｌｉｎｇ ｏｆ ｏｆｍｅｍｂｒａｎｅｌｉｐｉｄｓａｎｄｍａｉｎｔｅｎａｎｃｅｏｆｕｎｓａｔｕｒａｔｉｏｎ ｌｅｖｅｌｓ [Ｊ].
Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌ＆Ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔ ３４
ｌｉｐｏｐｒｏｔｅｉｎｓｂｙ ｅｌｅｃｔｒｏｓｐｒａｙ ｉｏｎｉｚａｔｉｏｎ ｔａｎｄｅｍ ｍａｓｓ ｓｐｅｃｔｒｏｍｅｔｒｙ ꎬ ꎬ (９):１４３１—１４４２
ＢｉｏｃｈｉｍｉｃａＥｔＢｉｏｐｈｙｓｉｃａＡｃｔａ￣ＭｏｌｅｃｕｌａｒａｎｄＣｅｌｌＢｉｏｌｏｇｙｏｆ ｅｔ ａｌ
[Ｊ]. ＺｉｅｎＣＡꎬＷａｎｇＣＸꎬ Ｗａｎｇ ＸＭ .ꎬ ２００１. Ｉｎ ｖｉｖｏ ｓｕｂｓｔｒａｔｅｓ ａｎｄ
Ｌｉｐｉｄｓ １８１１
ꎬ (１１):９１８—９２４ ｔｈｅｃｏｎｔｒｉｂｕｔｉｏｎｏｆｔｈｅｃｏｍｍｏｎｐｈｏｓｐｈｏｌｉｐａｓｅＤꎬＰＬＤａｌｐｈａꎬｔｏ
ｅｔａｌ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ Ｂｉｏ￣
ＳｉｌｏｔｏＲＭＰꎬＦｉｎｄｌａｙＫꎬＬｏｐｅｚＶＡｒｔｕｒｏ .ꎬ２００６. Ｔｈｅ ａｃｃｕｍｕｌａ￣ ｗｏｕｎｄ￣ｉｎｄｕｃｅｄ ｍｅｔａｂｏｌｉｓｍ ｏｆ ｌｉｐｉｄｓ ｉｎ [Ｊ].
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｃｈｉｍｉｃａＥｔＢｉｏｐｈｙｓｉｃａＡｃｔａ￣ＭｏｌｅｃｕｌａｒａｎｄＣｅｌｌＢｉｏｌｏｇｙｏｆＬｉｐｉｄｓ
ｔｉｏｎｏｆｏｌｅｏｓｉｎｓｄｅｔｅｒｍｉｎｅｓｔｈｅｓｉｚｅｏｆｓｅｅｄｏｉｌｂｏｄｉｅｓｉｎ ꎬ
ＴｈｅＰｌａｎｔＣｅｌｌ １８ １５３０
[Ｊ]. ꎬ (８):１９６１—１９７４ (２￣３):２３６—２４８
